Salvia

Salviae folium (Salbeiblätter)

Verfasser

Norbert Brand

Übersicht

S > Salvia > Salvia officinalis L. > Salviae folium (Salbeiblätter)

Gliederung

Baum ein-/ausblenden [+]

Synonyme

Folia Salviae; Folium Salviae; Herba Salviae; Salviae officinalis folium

Sonstige Bezeichnungen

dt.:Dalmatinischer Salbei; Sage leaves, true sage leaves; Feuilles de sauge; Folia di salvia; Hojas de salvia, salvia hoja; holl.:Salvieblad; norw.:Salvieblad; pol.:Liscie zsalwii; port.:Folhas di salva; rum.:Frunzele de salvia.

Offizinell

Salviae folium – PhEur 5; Herba Salviae – Dan IX; Salviae folia – Ital 6; Salviae folium – Ned 6; Folium Salviae – Norv V; Sauge – PF X; Salvia – Portug 46; Folium Salviae – ÖAB 90; Salviae folium – Helv VII; Salvia – BHP 83; Sage – Mar 29

Definition der Droge

Die ganzen oder geschnittenen getrockneten Laubblätter PhEur 5, ÖAB 90, Helv VII; die getrockneten BlätterDan IX, PF X, BHP 83, Mar 29; die Blätter Ital 6, Ned 6, Norv V, Portug 46; die frischen oder getrockneten Laubblätter [72].

Stammpflanzen: Salvia officinalis L.

Herkunft: Die Droge wird vor allem aus Albanien, Mazedonien, Montenegro und Ungarn importiert. Systematische Untersuchungen [86] ergeben, daß es sich bei der Ware mit Herkunftsangabe Italien oder Türkei häufig um Salvia-triloba-Blätter handelt.

Gewinnung: Bei den Herkünften aus dem ehemaligen Jugoslawien handelt es sich überwiegend um Wildsammlungen. Die Ernte beginnt dort Mitte Juli und dauert bei günstigem Wetter bis Dezember. Entlang der gesamten Adriaküste, auch in küstenferneren Gebieten mit noch mediterranem Einfluß, z. B. Herzegowina, sind dann die Wildsammler unterwegs [91]. Als günstigster Erntezeitpunkt für Dalmatinischen Salbei wird der Oktober vorgeschlagen, da dann der Thujonanteil im äth. Öl am höchsten ist [92]. Bei Anbau in gemäßigten Gebieten sind die Pflanzen für einen Schnitt im ersten Vegetationsjahr noch nicht robust genug. Zudem ist der Ölgehalt im zweiten Vegetationsjahr höher. Es wird empfohlen, zu Beginn der Blühperiode, und zwar nachmittags, zu ernten, da dann der Ölgehalt am höchsten ist [85], [88], [89]. Versuche zur Anbauoptimierung und zur Selektion von ertragreichen Klonen liefern Hinweise für den kontrollierten Anbau hochwertiger Droge: Winteraussaat in kälteren Gebieten ist nicht ratsam; neben dem Schnitt zur Blüte im Juni/Juli kann in wärmeren Gebieten, sofern Bewässerung möglich ist, ein zweiter Schnitt im Herbst erfolgen; Stickstoffdüngung erhöht Ertrag und Lebensdauer der Stöcke; Standortwahl kann den Ölgehalt eines Klons erhöhen; manche Klone sind dann in der Lage, am optimalen Standort eine Trockenmasse von bis zu 30 t/ha bzw. einen Ölgehalt von bis zu 0,5 % (Frischgewicht) mit einem Thujonanteil von 50 bis 60 % zu liefern [87]. Früher wurden für die Drogentrocknung im direkten Sonnenlicht Ölverluste von bis zu 25 % nachgewiesen, während bei Schattentrocknung nur 2 bis 10 % verloren gingen [27]. Dagegen ergeben Versuche mit modernen Trockenanlagen, daß bei Zulufttemperatur von 30 bis 60 °C nur sehr wenig Öl verloren geht, allerdings temperaturunabhängig ein Rückgang im Cineol- und Thujonanteil zu verzeichnen ist. Als optimale Trockenbedingungen werden empfohlen: Vertikal strömende Zuluft von 50 °C, Strömungsgeschwindigkeit 0,2 m/s, 0,9 % absolute Feuchte [93]. Der Feuchtigkeitsverlust bei der Trocknung beträgt 70 bis 80 % [85].

Ganzdroge: Aussehen. Die Blätter oberseits graugrün und feinbuckelig, unterseits weißfilzig und feingrubig; Spreite 2 bis 10 cm lang, 1 bis 5 cm breit, länglich-eiförmig bis elliptisch, feingekerbt bis ganzrandig, am Grunde in den Blattstiel verschmälert, abgerundet oder schwach herzförmig, bisweilen mit zwei Öhrchen, apikal abgerundet oder kurz zugespitzt [94].

Schnittdroge: Geschmack. Würzig, schwach bitter [94]. Geruch. Würzig. Aussehen. Silbergraue oder graugrüne Laubblattbruchstücke mit oberseits eingesenkter und unterseits deutlich hervortretender Nervatur; feingekerbter Blattrand an den Laubblattstücken teilweise erkennbar; Laubblatt- und Stengelstücke mehr oder minder filzig behaart; mehr oder minder deutlich vierkantige, markige Stengelstücke [47]. Blattfragmente aufgrund ihrer Behaarung häufig aneinanderhängend.

Pulver von Salviae folium: a Blattoberseite mit Drüsenschuppe, Spaltöffnungen und den Stielzellen zweier Köpfchenhaare, b Epidermis der Blattunterseite mit Cuticularfaltung, c abgerissenes, kleines Köpfchenhaar (Drüsenhaar), d ein- und mehrgliedrige Haare auf Epidermisfetzen, e Drüsenschuppe von der Seite, flanggestieltes Drüsenhaar, g Haare mit stark verdickter Sockelzelle. Aus Lit. [238]

Mikroskopisches Bild: In der Aufsicht Zellen der oberen Epidermis geradwandig oder schwach wellig, derbwandig, getüpfelt, mit wenigen Spaltöffnungen; Zellen der unteren Epidermis dünnerwandig, wellig-buchtig, mit zahlreichen Spaltöffnungen vom diacytischen Typ. Ober- und unterseits zwei- bis fünfzellige, derbwandige, sehr schmale Gliederhaare mit glatter oder leicht rauher Cuticula, mit zugespitzter, gekrümmter oder gewundener Endzelle und stark verdickter Basalzelle; sehr wenige ein- bis zweizellige, stark verdickte Zahnhaare; Drüsenhaare mit ein- bis zweizelligem Köpfchen und ein- bis vierzelligem Stiel; wenige Labiatendrüsenschuppen. Blattquerschnitt dorsiventral mit zwei bis drei Lagen Palisadenzellen, im Mesophyll bisweilen Nädelchen oder winzige Drusen aus Calciumoxalat[94].

Pulverdroge: Aussehen. Pulver hellgrau bis bräunlichgrün; zahlreiche derbwandige, gekrümmte Gliederhaare mit stark verdickter Basalzelle und deren Fragmente. Fragmente der oberen Epidermis mit mehr oder weniger geradwandigen, getüpfelten Zellen; Fragmente der unteren Epidermis mit wellig-buchtigen Zellen und zahlreichen Spaltöffnungen vom diacytischen Typ. Einzelne Drüsenhaare und Labiatendrüsenschuppen [94].

Verfälschungen/Verwechslungen: Die Blätter von → Salvia triloba (s. dort) sind sehr ähnlich. Nicht selten werden Wildsammlungen von Dalmatinischem und Griechischem Salbei und deren Hybriden gemischt und als „Dalmatinischer Salbei“ angeboten [132]. Morphologisch-anatomisch können die Blätter beider Arten wie folgt differenziert werden: Salvia triloba ist beidseitig weißfilzig behaart. Farbe, Nervatur und wellige Kerbung der Spreite werden dadurch verdeckt, das Blatt erscheint weißfilzig und ganzrandig; Ähnlich dicht behaart ist bei Salvia officinalis nur das junge Blatt. Die mengenmäßig deutlich dominierenden älteren Blätter verkahlen vor allem oberseits und zeigen dort eine olivgrüne bis grüngraue Farbe, eingesenkte Nervatur und wellige Randkerbung. Die unterseits deutlich hervortretende Nervatur ist ebenfalls gut zu erkennen; Bei Salvia triloba ist das Blatt am Grunde fast immer mit einem öhrchenförmigen Läppchen versehen, bei Salvia officinalis nur selten; Die im Drogenmuster vereinzelt vorhandenen bräunlichen Blütenkelche zeigen im Lupenbild in den Einsenkungen zwischen ihren hervortretenden „Rippen“ eine drüsige Behaarung: Bei Salvia officinalis sind diese Drüsen ungestielt, bei Salvia triloba langgestielt; Das Lumen der Basalzelle der Gliederhaare ist bei Salvia officinalis aufgrund stärkerer Wandverdickung deutlich kleiner als bei Salvia triloba; Bei Salvia officinalis sind die Gliederhaare ober- und unterseits peitschenförmig gewunden. Werden oberseits starr abstehende Gliederhaare beobachtet, weist dies aufSalvia triloba hin, wo die Gliederhaare nur unterseits peitschenförmig gewunden sind [95], [96].Zur chromatographischen Unterscheidung der Salvia-Arten s. a. → Identität und Reinheit. Verfälschungen mit anderen Salvia- oder Phlomis-Arten werden erkannt anhand dunkelgrüner, erheblich größerer oder am Grunde herzförmiger Blätter, sowie von Sternhaaren und einzelligen breit kegelförmigen Haaren [73].

Inhaltsstoffe: Ätherisches Öl. Der Gehalt in einem Blatt unterliegt periodischen tageszeitlichen Schwankungen. Das Maximum (= 100 %) wird zwischen 12.00 und 16.00 Uhr, das Minimum (68 bis 74 %) zwischen 23.00 Uhr und den frühen Morgenstunden festgestellt [89]. Zwischen Drüsendichte und Ölgehalt (Frischgewicht) besteht ein linearer Zusammenhang: 48 Drüsen/cm2 – 0,08 % äth. Öl bis 155 Drüsen/cm2 – 0,37 % äth. Öl [87]. Das Öl vonSalvia officinalis zeichnet sich durch seinen Thujonreichtum aus. Das Keton liegt in zwei epimeren Formen vor: α-Thujon [= (–)-Thujon, (–)-3-Isothujon] und β-Thujon [= (+)-Thujon, (+)-3-Isothujon], von denen zumeist die α-Form überwiegt. Die gut untersuchten Dalmatinischen Drogenherkünfte enthalten je nach Standort und Erntezeitpunkt 1,2 bis 3,6 % Gesamtöl mit dem Maximum im Juli [92], [97], [98]. Die Auswertung aller vorliegenden Untersuchungen [10], [11], [30], [31], [32], [86], [92], [97]-[107] zur auch chemotaxonomisch sehr wichtigen Zusammensetzung des Dalmatiner Salbeiöles ergibt die Charakteristik: α+ β-Thujon > Campher > Cineol. Diese Hauptkomponenten zeigen folgende Durchschnittsverteilung: Campher 8,4 bis 24,0 %, Cineol 8,4 bis 24,0 %, α-Thujon 22,2 bis 36,8 %, β-Thujon 4,0 bis 27,5 %. Mengenmäßig bedeutende Nebenbestandteile und ihr typischer Ölanteil sind Borneol 2,1 %, Bornylacetat 1,6 %, Camphen 4,4 %, β-Caryophyllen 3 %, α-Humulen 4,4 %, α-Pinen 3,5 %, β-Pinen 2,2 % und Viridiflorol 6 %. Von den Komponenten <1 % sind wichtig: Salven (= Dihydrotanaceten, 2-Methyl-3-methylen-hepten-5), welches als Decarbonylierungsprodukt des Thujons [111] nur im thujonreichen Salvia-officinalis-Öl vorkommt, und Tricyclen, welches im Öl von Salvia triloba fehlt. Anm.: In Lit. [86] bezeichnen die Autoren den Campher-Peak fälschlicherweise als Linalool [32]. Ölgehalt und Thujonanteil sind zufriedenstellend, solange der Einfluß mediterranen Klimas am Standort vorherrscht. Der Thujonanteil geht mit zunehmend nördlicher oder weiter im Landesinneren gelegenem Standort zurück [97], [98], [104]. Bei albanischen Herkünften wird, abweichend von Dalmatinischer Ware, oft ein Verhältnis: Campher > α+ β-Thujon > Cineol gefunden [109]. Es zeigt sich, daß Anbauversuche unter deutlich abweichenden klimatischen Bedingungen Öle ungewöhnlicher Zusammensetzung liefern: In der regenreichen, kälteren kanadischen Prärie sind mit 9 % β-Caryophyllen und 16 % α-Humulen die Sesquiterpenkohlenwasserstoffe deutlich auf Kosten der Monoterpenkohlenwasserstoffe erhöht[110]. In der Region Modena am Fuß des Appenin angesiedelter Salbei liefert ein Öl mit 0,1 bis 7 % Camper, 4 bis 10 % β-Caryophyllen, 16 bis 30 % Cineol, 7 bis 21 % α-Pinen und 14 bis 34 % Thujon [35]. Während des Blattwachstums verändert sich die Ölzusammensetzung dynamisch: Die Differenzierung vom jungen kleinen bis zum mittelgroßen Blatt ist mit einem deutlichen Abfall der Monoterpenkohlenwasserstoffe (45 → 23 %) und einem Anstieg des Thujons (30 → 60 %) verbunden. Bis zum vollentwickelten Blatt bleibt der Anteil der Monoterpenkohlenwasserstoffe unverändert, Thujon geht auf ca. 50 % zurück. Der Campheranteil steigt dagegen während des gesamten Wachstums nahezu linear von anfangs 1 % auf ca. 15 % [103]. Die enantioselektive Analyse dreier Monoterpenkohlenwasserstoffe des Salbeiöles ergibt folgende Enantiomerenverteilung: α-Pinen 35 % S/65 % R, β-Pinen 13/87, Limonen 30/70 [112]. Aus frischen Salbeiblättern werden Terpenglykoside isoliert, bei denen es sich um β-D-Glucoside von Menthol, „Thujol“ und Thymol handeln soll [113]. Die wenig überzeugende Identifizierung dieser Aglyka sollte überprüft werden.

Salven

Tricyclen

α-Thujon

β-Thujon

β-Caryophyllen

Humulen

Viridiflorol

Hydroxyzimtsäuren/Depside. Hydroxyzimtsäuren und Depside bilden die bekannten „Labiatengerbstoffe“. Trotz ausgeprägt gerbender Potenz sind diese keine „echten“ Gerbstoffe, da sie weder als Tannin- noch eindeutig als Catechinderivate nachgewiesen werden konnten [114]-[118]. Mit verschiedenen Varianten der Hautpulvermethode werden 2 bis 3,5 % [114], bei Herkünften aus dem ehemaligen Jugoslawien 3 bis <6 % [118] „Gerbstoffe“ ermittelt. Inzwischen ist bekannt, daß die Fraktion überwiegend aus Rosmarinsäure besteht, begleitet von geringen Mengen 1-Caffeoyl-, Chlorogen-, Cryptochlorogen-, Kaffee- und Neochlorogensäure [116], [117], [119]. Selektive Untersuchungen ergeben für Rosmarinsäure in Handelsdroge Gehaltswerte von 0,8 bis 1,7 % (HPLC) [120] bzw. 0,5 bis 1,5 % (GC nach Silylierung) [121]. Das Depsid soll dabei genuin nur in der cis-Form vorliegen und erst bei der analytischen Aufarbeitung durch Lichteinfluß isomerisieren [121]. In aus frischen Blättern selbst hergestellten Drogenmustern werden dagegen durchschnittlich 3,3 % Rosmarinsäure (HPLC) und 3,5 % Zimtsäurederivate (photometrisch als ortho-Dihydroxyphenole mit Arnow's Reagenz), berechnet als Rosmarinsäure gefunden [26],[122]. Die letzteren, ungewöhnlich hohen Rosmarinsäure-Werte werden mit der besonders schonenden Drogentrocknung begründet. Anderen Befunden zufolge wird die Drogentrocknung als Auslöser einer enzymatisch vermittelten Gerbstoffkondensation diskutiert, da Salbei-Frischpflanze in Relation zur Droge deutlich weniger „Gerbstoffe“ enthält [114]. Die GC-Untersuchung der genuin in depsidischer oder glykosidischer Bindung vorliegenden Hydroxyzimtsäurederivate in einem gemahlenen Salbei-Gewürzmuster liefert erwartungsgemäß als Hauptkomponente 0,75 % Kaffeesäure. Daneben werden u. a. p-Cumar-, Ferula-, p-Hydroxybenzoe- und Sinapinsäure zu jeweils 0,015 bis 0,035 % gefunden [123]. Flavonoide. Bisher sind ca. 19 Verbindungen nachgewiesen, die sich von den Aglyka Apigenin, Luteolin [24], [124]-[127] und wohl auch Kämpferol [128] ableiten. Von den Glykosiden sind bis jetzt nur Apigenin- und Luteolin-7-O-β-D-glucosid identifiziert. Auffallend ist der hohe Anteil methoxylierter Aglyka mit Genkwanin, Genkwanin-6-methyl-ether, Hispidulin (= 6-Methoxyapigenin), 6-Methoxyluteolin, 6-Methoxyluteolin-7-methylether und Salvigenin-5-methylether (= 5,6,7,4′-Tetramethoxyscutellarein). Daneben sind noch 6-Hydroxyluteolin und Luteolin identifiziert [125], [126]. Repräsentative Mengenangaben fehlen. Eine Untersuchung [128] nennt 1,1 % Gesamtflavonoide, berechnet als Rutosid (photometrisch als Al3+-Komplex). Für Salvigenin-5-methylether wird eine präparative Ausbeute von 2,5 ppm angegeben [126].

Autoxidation von Carnosolsäure zu Carnosol („Pikrosalvin“). Nach Lit. [137]

Diterpene. Es handelt sich um tricyclische irreguläre Diterpene vom Abietan-Typ. Wichtigste Verbindung mit 0,2 bis 0,4 % (präparativ) ist Carnosolsäure (= „Salvin“) [133], [134]. Diese autoxidiert bei Lagerung der Frischpflanze, Drogentrocknung sowie Stehenlassen alkoholischer Auszüge an der Luft in ihr bitter schmeckendes (7,20)-Lacton Carnosol (= „Pikrosalvin“, Bitterwert 14.000) [131], [134], [135], [136]. In sehr geringen Mengen werden Carnosolsäure-12-methylether [138] sowie 7-Ethylrosmarol [= (6,20)-Carnosol-7-hydroxyethylether] [127]isoliert. Carnosol und Carnosolsäure werden erst mit Ethanol >42 % nennenswert aus der Droge extrahiert, weswegen wäßrige Aufgüsse selten bitter schmecken [136]. Der Norditerpenkohlenwasserstoff Pristan wird präparativ mit 56 ppm erhalten [133]. Triterpene. Pentacyclische Strukturen vom Lupan-Typ (L), Olean-Typ (O) oder Ursan-Typ (U), die als Säuren oder Alkohole vorliegen: Säuren: Dominierendes Triterpen mit 2 bis >5 % ist Ursolsäure (U) [133], [139], [140]. Sie liegt in den stereoisomeren Formen Ursolsäure I und II vor, die gleiches chemisches, aber unterschiedliches physikalisches Verhalten zeigen. Ursolsäure II besitzt eine höhere spezifische Drehung und ist leichter in EtOH und Chloroform löslich als Ursolsäure I. Letztere überwiegt mengenmäßig deutlich[141]. Mit 0,6 % nennenswert ist noch Oleanolsäure(O). Weitere Derivate, z. B. Crataegolsäure (O), 2 α,3β -Dihydroxyurs-12-en-28-säure (U) oder Pomolsäure (U, = 19-α -Hydroxyursolsäure), werden nur im 1 bis 3 ppm-Bereich isoliert [133], [141]. Aufgrund ihrer relativ schlechten Alkohollöslichkeit kann Ursolsäure aus Fluidextrakten und Tinkturen auskristallisieren; [142] Alkohole: α-Amyrin (U), β-Amyrin (O) und Betulin (L) werden mit Ausbeuten von 0,18 %, 0,1 % und 15 ppm präparativ erhalten [133]. Trotz deutlich wechselnder Gesamtmengen wird für die Säurefraktion folgende erstaunlich konstante innere Zusammensetzung angegeben: Ursolsäure I 78 %/ Oleanolsäure 12 %/ Ursolsäure II 10 % [141].

Oleanolsäure

Spurenelemente. Salbeiblätter reichern offensichtlich Eisen an, da die gefundenen 700 bis 800 ppm (Atomabsotptionsspektrophotometrie) für eine Droge außergewöhnlich hoch sind. Auch der Magnesium- (4,2 bis 4,6 ppm) und Zinkgehalt (145 ppm) sind als überdurchschnittlich zu bezeichnen [143].

Identitaet: Salbeiblätter. Farbreaktion nach PF X: 3 mL des 1:10-Drogenauszugs (Hexan) mit 1 mL 1 M NaOH unterschichten; an der Grenzfläche rotbrauner Ring, Farbintensität proportional dem Thujongehalt. DC des Drogenauszugs (Dichlormethan) nach DAB 10: Sorptionsmittel: Kieselgel; FM: Aceton-Ethylacetat-Dichlormethan (2+3+95); Referenzlsg.: Borneol, Bornylacetat, Cineol; Detektion: Besprühen mit Anisaldehyd-Reagenz und Erhitzen; Auswertung: Im Vis werden die Referenz-Zonen im Drogen-DC in vergleichbarer Intensität wiedergefunden. Unterhalb von Bornylacetat wird die im Vis nur schwach sichtbare Thujon-Zone vor allem im UV 365 nm anhand ihrer ziegelroten Fluoreszenz erkannt. Auf weitere Zonen (Caryophyllenepoxid, Viridiflorol) wird hingewiesen. Ohne Mitführen von Thujon-Referenzsubstanz kann die Zuordnung der maßgeblichen Thujon-Zone selbst im UV 365 nm durch die bisweilen intensiv ausgebildete und ähnlich gefärbte Zone des Caryophyllenepoxids erschwert werden[109]. DC nach PF X: Untersuchungslsg.: Die 1:1-Verdünnung des bei der Gehaltsbestimmung anfallenden Ätherisch-Öl-Xylol-Gemisches; Sorptionsmittel: Kieselgel; FM: Chloroform; Referenzsz: Cineol, Thujon; Detektion: Besprühen mit Phosphormolybdänsäure-Reagenz; Auswertung: Im Vis muß Thujon die Hauptzone sein. DC nachHelv VII: Einzelheiten s. → Salviae trilobae folium; durch halbquantitativen Fleckenvergleich mit dem Referenzchromatogramm werden für das Öl mindestens 15 % Thujon und höchstens 30 % Cineol gefordert. Für die Unterscheidung der Salvia-Arten ist das Verhältnis der Zonen-Intensitäten Thujon : Cineol entscheidend: >1 weist auf Salvia officinalis hin, ≤ 1 auf Salvia triloba, während bei Salvia lavandulifolia die Thujon-Zone eigentlich fehlen muß [146].

GC-Fingerprints (FID) der ätherischen Öle dreier wichtiger Salbeiarten (jeweils ca. 60 mg Öl/mL): 1 α-Pinen, 2 Limonen, 3 Cineol, 4α-Thujon, 5β-Thujon, 6 Campher. Säule: Supelcowax-TM-10. Nach Lit. [109]

DC-Flavonoid-Fingerprints der Blattdrogen verschiedener Salbeiarten von links: Salvia pratensis (Wiesensalbei, selbst gesammelt), Salvia triloba, Salvia officinalis, Referenzlsg. (von unten: Rutosid/ Chlorogensäure/ Hyperosid/ Zersetzungsprodukt/ Kaffeesäure); in Höhe Hyperosid ist der für die Unterscheidung Salvia officinalis/ Salvia trilobarelevante Rf-Bereich markiert; Pfeil an Fließmittelfront: Rosmarinsäure; DC-Bedingungen s. Text; Aufnahme Eva Warga. Aus Lit. [109]

Das chemotaxonomisch wichtige Verhältnis α+ β-Thujon : Cineol : Campher kann nur mittels quantitativer Auswertung des GC-Fingerprints objektiviert werden (s. → Abb. oben; Gaschromatogramme). Das bei der Gehaltsbestimmung anfallende, verdünnte äth. Öl sollte aber an einer Kapillare chromatographiert werden, die ausreichend polar zur Auftrennung Limonen-Cineol ist (z. B. PEG). Allerdings wird die GC-Analyse von Wasserdampfdestillaten zur Klassifizierung von Salbei kritisiert [152]. Sie soll nicht das genuine Terpenspektrum wiedergeben, da gerade bei den leichter flüchtigen Komponenten hohe Verluste aufträten. Als Alternative wird die Lösungsmittelextraktion vorgeschlagen. Die relevanten Salvia-Arten können auch mit Hilfe ihres charakteristischen Flavonoid-DC-Fingerprints unterschieden werden (s. → Abb. DC oben links): Untersuchungslsg.: 1:10-Drogenauszug (Methanol); 10 bis 20 μL bandförmig aufgetragen; Sorptionsmittel: Kieselgel 60-F254 -HPTLC-Fertigplatte; Weitere Parameter: s. → Reinheit, → Salbeitinktur DAB 10. Salvia officinalis und Salvia triloba sind hiermit eindeutig differenzierbar [109]. Salbeitinktur DAB 10. DC nach DAB 10: Untersuchungslsg.: Das in Pentan ausgeschüttelte und angereicherte äth. Öl; Sorptionsmittel: Kieselgel G; FM: Toluol-Ethylacetat (93+7); Referenzsz: Borneol, Cineol, Thujon; Detektion: Besprühen mit Anisaldehyd-Reagenz und Erhitzen; Auswertung: Im Vis und im UV 365 nm müssen mit den Referenz-Zonen hinsichtlich Rf-Wert und Farbe übereinstimmende Zonen vorhanden sein. Die Intensität der Thujon-Zone darf nicht geringer als ihre Referenz-Zone sein. Das bedeutet für das in der Tinktur enthaltene Salbeiöl einen Thujonanteil von ca. 25 bis 30 %. Salbeitinktur ÖAB 90. Farbreaktion nachÖAB 90: 10 mL der Mischung von 1 mL Tinktur und 50 mL Wasser mit 1 Tr. Eisen(III)chloridlsg. versetzen; sofort deutliche Verfärbung nach Olivgrün.

Nachgestellte Untermischungen von Salvia triloba in einem Muster von Salvia officinalis, von links: Ca. 25 % Salvia triloba, ca. 33 % Salvia triloba, ca. 50 % Salvia triloba, 100 % Salvia officinalis, Referenzlsg. (von unten: Rutosid/ Chlorogensäure/ Hyperosid/ Zersetzungsprodukt/ Kaffeesäure); 1:10-Methanolauszüge; nur wenn der Rf-Bereich zwischen den beiden orangen Hauptzonen (Pfeile) frei ist, kann von der Abwesenheit von Salvia triloba ausgegangen werden; DC-Bedingungen s. Text; Aufnahme Eva Warga. Aus Lit. [109]

Salbeifluidextrakt. Eine DC-Prüfung ist beschrieben: [47], [144] Untersuchungslsg.: Destillat des Fluidextraktes mit Pentan ausschütteln, eindampfen; Sorptionsmittel: Kieselgel G; FM: Toluol-Ethylacetat (95+5); Referenzsz: Cineol; Detektion: Besprühen mit Antimon(III)chloridreagenz und Erhitzen; Auswertung: Cineol und Thujon werden nachgewiesen. Dabei wird die Thujon-Zone mit Hilfe ihres relativen Rf-Wertes, bez. auf Cineol, von 1,3 bis 1,6 festgelegt.

Reinheit: Salbeiblätter. Fremde Bestandteile: Höchstens 3 % Stengelanteil DAB 10, ÖAB 90, Helv VII; höchstens 2 % sonstige fremde Bestandteile DAB 10/ höchstens 2 % PF X/ höchstens 3 % fremde organische BestandteileBHP 83/ Blätter von Salvia triloba dürfen nicht vorhanden sein Helv VII. Trocknungsverlust: Höchstenss 10,0 %DAB 10, PF X. Asche: Höchstens 10,0 % DAB 10/ höchstens 12,0 % Dan IX; höchstens 8,0 % Ital 6, PF X,Norv V, ÖAB 90, BHP 83. Salzsäureunlösliche Asche: Höchstens 1,0 % Dan IX. Sulfatasche: Höchstens 12,0 %Helv VII. Untermischungen von Dreilappigem Salbei sind anhand von DC bzw. GC des äth. Öles nicht zu erkennen. Hierfür wird der DC-Nachweis des für Salvia triloba spezifischen Methoxyflavons Salvigenin aus dem Etherauszug empfohlen [149]. Nicht nur aufgrund fehlender Salvigenin-Referenzsubstanz ist die Prüfung nicht nachvollziehbar[150]. Mit dem Flavonoid-DC-Fingerprint (s. → Identität) sind jedoch bereits Untermischungen von ca. 25 % Dreilappigem Salbei im Drogenmuster nachweisbar (s. Abb. → DC-Flavonoid-Fingerprint) [109]. Salbeitinktur DAB 10. EtOH-Gehalt: 64,0 bis 69,0 % (V/V). Trockenrückstand: Mindestens 2,0 %. Prüfung auf Methanol und Isopropanol nach DAB 10. DC-Prüfung auf Tinktur aus Dreilappigem Salbei nach DAB 10: a) Untersuchungslsg.: Die Tinktur wird direkt aufgetragen; b) Referenzsz: Chlorogensäure, Hyperosid, Rutosid; c) Sorptionsmittel: Kieselgel G (besser: Kieselgel 60-F254 -HPTLC-Platte); d) FM: Ethylacetat-wasserfreie Ameisensäure-wasserfreie Essigsäure-Wasser (67+7,5+7,5+18); e) Detektion: Besprühen mit Naturstoff-Reagenz/PEG; f) Auswertung: Im UV 365 nm zeigt die Tinktur aus Salvia officinalis einen charakteristischen Flavonoid-Fingerprint, dessen Zonen sich in den mit Hilfe der Referenzsubstanzen festgelegten Retentionsbereichen qualitativ und/oder quantitativ eindeutig von Salvia-triloba-Tinktur unterscheiden (s. Abb. DC rechts). Bei dieser Prüfung wird auch die neben dem äth. Öl vermutlich wirksamkeitsmitbestimmende Rosmarinsäure sichtbar. Salbeitinktur ÖAB 90. EtOH-Gehalt: Mindestens 65 % (V/V). Grenzprüfung auf Methanol, Isopropanol und Schwermetalle nach ÖAB 90. Extractum Salviae EB 6. EtOH-Gehalt: 44,0 bis 48,0 [147]. Trockenrückstand: Mindestens 11,0 % [147]. Relative Dichte: 0,965 bis 0,985 [147].Extractum Salviae fluidum. EtOH-Gehalt: 59,0 bis 64,0 % (V/V) [44], [147].

Gehalt: Salbeiblätter. Mindestens 1,5 % thujonreiches äth. Öl DAB 10; mindestens 1,5 % äth. Öl Ital 6, Ned 6,ÖAB 90, Helv VII; 2,0 bis 3,0 % äth. Öl PF X; 1 bis 2,5 % äth. Öl BHP 83. Salbeitinktur DAB 10. Mindestens 0,1 % thujonreiches äth. Öl.

Gehaltsbestimmung: Salbeiblätter. Volumetrische Bestimmung des Gesamtöls nach Wasserdampfdestillation mit Xylolvorlage; Zerkleinerungsgrad der Droge pulverisiert DAB 10, grob zerschnitten ÖAB 90, unzerkleinert PF X,Helv VII. Aufgrund der Lokalisation des äth. Öles in oberflächlichen Drüsen ist das Pulverisieren überflüssig. Vielmehr können das Mahlen und die aufgrund des Haarreichtums erschwerte Siebpassage zu Ölverlusten führen[148]. Salbeitinktur DAB 10. Auswiegen des äth. Öles nach dessen Abdestillation aus der Tinktur, Ausschütteln in Pentan und schonendem Abdampfen des Lösungsmittels. Im Extractum Salviae EB 6 werden mit dieser Methode üblicherweise Gehaltswerte von 0,9 bis 1,2 % äth. Öl gefunden [147].

Der Flavonoid-DC-Fingerprint verschiedener Salbei-Zubereitungen, von links: Salbeifluidextrakt (1:1) EB 6, Salbeitinktur DAB 10, Salvia-triloba-Tinktur (1:10), Salvysat® Bürger, Referenzlsg. (von unten: Rutosid/ Chlorogensäure/ Hyperosid/ Zersetzungsprodukt/ Kaffeesäure); jeweils 10 μL (Tinkturen und Salvysat® direkt, Fluidextrakt nach 1:10-Verdünnung), übrige DC-Bedingungen s. Text; die für Salvia officinalis charakteristischen Bereiche sind markiert; Aufnahme Eva Warga. Aus Lit. [109]

Für Salbeiblätter [234] und Salbeifluidextrakt [144] ist eine überarbeitete Fassung der früher offizinellen [47]Bestimmung des Gerbstoffgehaltes beschrieben: Die mit Hautpulver reagierenden Polyphenole werden nach Umsetzung mit Natriummolybdat-Natriumwolframat-Phosphorsäure-Reagenz photometrisch erfaßt und als Pyrogallol berechnet [151]. Forderung Droge: Mindestens 1,2 %, Fluidextrakt mindestens 0,2 %. Die selektive GC-Bestimmung von Cineol und Campher aus Salbeizubereitungen mit Hilfe von Methylsalicylat als internem Standard ist beschrieben [153].

Wirkwertbestimmung: „Wertbestimmung“ von Droge und Tinktur nach ÖAB 90: Aus dem wäßrigen Drogenauszug bzw. der Tinktur-Verdünnung werden mit Bleiacetatlsg. die Gerbstoffe ausgefällt. Das verbleibende Filtrat muß sich nach erneutem Zusatz von Bleiacetatlsg. und Erhitzen noch deutlich trüben. Mit dieser eher einer Grenzprüfung ähnelnden Probe soll offensichtlich die adstringierende Potenz der Droge bzw. der Tinktur erfaßt werden.

Stabilität: Droge. Vorschriftsmäßig konfektionierte Teedroge erleidet innerhalb eines Jahres Verlust an äth. Öl von 0,3 % absolut [154]. Während 9 bis 26 Monaten Lagerung werden Ölverluste zwischen 0,1 und 1,0 mL/100 g festgestellt. Diese korrelieren weniger mit der Dauer der Lagerung als mit dem Zerkleinerungsgrad. Die Muster mit dem höchsten Feinanteil zeigen die höchsten Verluste. Auffälligste Veränderungen der Ölzusammensetzung sind: Rückgang von α-Thujon um 1 bis 42 % (relativ), Anstieg von β-Thujon um 3 bis 15 %, Rückgang von β-Caryophyllen und α-Humulen um >50 % [107]. In üblichen Papiertüten verpackter Salbeitee zeigt innerhalb 20 Monaten einen absoluten Ölverlust von ca. 0,6 %, der durch Vakuumverpackung auf 0,2 % reduziert werden kann [156]. Bei 6 Jahren Lagerung wird ein Abfall des Gerbstoffgehaltes (Hautpulvermethode) von 6,6 % auf 4,8 % beobachtet, der auf fortschreitende Kondensation zurückgeführt wird [118].

Lagerung: Salbeiblätter. Vor Licht geschützt DAB 10; vor Licht geschützt in gut schließenden BehältnissenDan IX, Ned 6, ÖAB 90, Helv VII; dicht verschlossen vor Licht und Feuchtigkeit geschützt PF X. Für grob zerkleinerte Droge wird eine Aufbewahrungsdauer von höchstens 18 Monaten, für Pulverdroge von höchstens 24 h angegeben [47], [234]. Salbeitinktur. Dicht verschlossen, vor Licht geschützt DAB 10; vor direktem Sonnenlicht geschützt, in dicht schließenden Gefäßen ÖAB 90. Salbeifluidextrakt. Eine Aufbewahrungsdauer von höchstens zwei Jahren wird angegeben [144].

Zubereitungen: Salbeitinktur DAB 10 (Salviae tinctura/ Tinctura Salviae): 1:10 mit EtOH 70 % (V/V), Eigenschaften: Bräunliche Flüssigkeit mit charakteristischem Geruch. Tinctura Salviae ÖAB 90 (Salbeitinktur): 1:5 mit EtOH 70 % (V/V), Eigenschaften: Grünbraune Flüssigkeit mit charakteristischem Geruch und schwach zusammenziehendem Geschmack, mit verdünntem Alkohol klar, mit Wasser trüb mischbar. Extractum Salviae fluidum EB 6 (Salviae extractum fluidum 1:1/ Salbeifluidextrakt): 1:1 mit EtOH 70 % (V/V), Eigenschaften: Dunkelbraune Flüssigkeit mit eigenartig aromatischem Geruch und Geschmack. Fluidextrakt BHP 83, hergestellt im Verhältnis 1:1 mit EtOH 45 % (V/V). Extractum Salviae fluidum (Salbeifluidextrakt): [47], [144] Im Verhältnis 1:2 hergestellter ethanolisch-wäßriger Auszug, Eigenschaften: Schwarzbraune, in dünner Schicht grünlichbraune Flüssigkeit, Geruch wahrnehmbar, Geschmack brennend-bitter. Fertigarzneimittel, mit EtOH 22 % (V/V) stabilisiertes wäßriges Preßmazerat aus frischen Salbeiblättern mit 2 mg Salbeiöl/mL, Verhältnis Frischpflanze : Fertigarzneimittel = 1:3 bis 1:3,5 [145].

Verwendung: Verwendung frisch oder getrocknet, gemahlen oder gehackt, allein oder in Gewürzmischungen für eine Vielzahl von Lebensmitteln, besonders aber für Geflügel, Leber, Schweinefleisch, Frischwurst und Schnittwurst, z. B. Corned Beef, Mortadella, Salami; [110] neben organoleptischen Aspekten besteht der Vorteil der Verwendung darin, daß Salbei zwei natürliche, vor Fettverderb schützende Antioxidantien enthält: Carnosolsäure/Carnosol und Rosmarinsäure, deren ortho-Diphenolgruppen für die Wirkung verantwortlich sind. So verzögert der Zusatz von 0,1 % Droge bzw. 0,05 bis 0,01 % Rosmarinsäure zu Schweineschmalz dessen Ranzigwerden bei Lagertemperaturen zwischen 20 und 50 °C um den Faktor 2 bis 3 [117]. Salbeizusätze zwischen 0,01 und 0,04 % verzögern die Autoxidation von Schweineschmalz bei 16 bis 18 °C nahezu linear um den Faktor 2 bis 7 [173]. Von zahlreichen getesteten Gewürzen erniedrigt in Fleischwaren Salbei am deutlichsten das Redoxpotential und begünstigt somit Farbstabilität und Haltbarkeit der Lebensmittel [174]. Bei 37 °C verzögert Carnosolsäure konzentrationsabhängig (0,0001 bis 0,01 %) die Autoxidation mehrfach ungesättigter Fettsäuren um den Faktor 2 bis 8, gezeigt am Beispiel Linolensäuremethylester in der sog. Barcroft-Warburg-Apparatur [175]. Salbei unterbindet unangenehmen Fischgeruch: Nach 20 min Inkubation mit 20 mL 0,001 M Triethylamin wird eine deutliche Geruchsabnahme beobachtet. Auch gaschromatographisch kann ein Rückgang des Triethylamins proportional zur Kontaktzeit mit Salbei festgestellt werden [189].

Gesetzliche Bestimmungen: Standardzulassung Nr. 1229.99.99 „Salbeiblätter“ [154]. Aufbereitungsmonographie der Kommission E am BGA „Salviae folium (Salbeiblätter)“; [72] Negativ-Monographie die Kommission B8 am BGA „Salbei-Bäder“ [235]. Salbeiblätter und ihre Zubereitungen sind vom Europäischen Rat als unbedenkliche Bestandteile in kosmetischen Produkten zugelassen [264].

Wirkungen: Antimikrobielle Wirkung. 20 mL Flüssigmedium, die unterschiedliche Mengen Droge enthalten, werden mit 104 bis 106 kolonienbildenden Einheiten (KBE) inokuliert. Als minimale Hemmkonzentration werden ermittelt: 0,1 % bei Bacillus cereus, 0,4 % bei Staphylococcus aureus, 0,5 % bei Pseudomonas aeruginosa und 1,0 % beiSalmonella typhimurium. Am Beispiel von Bacillus cereus wird gezeigt, daß die Aktivität mit dem äth. Ölgehalt der Droge (%) zunimmt; Probe: Gekochter Reis; Drogenzusatz: 0,75 %; Ausgangskeimzahl: 105; nach 24 h Inkubation: Kontrollen 5,1 × 108 KBE/g; Droge (mit 1,8 %) 3,7 × 107 KBE/g; (2,0 %) 2,7 × 106 KBE/g; (2,4 %) 1,1 × 106 KBE/g[53]. Im Reihenverdünnungstest sind ein Heißwasserextrakt gut und ein EtOH-Extrakt sehr gut antibakteriell wirksam gegenüber Mycobacterium tuberculosis und Staphylococcus aureus. Keine näheren Angaben [159]. Äth.-Öl-freie Extrakte aus Salbeiblättern hemmen das Wachstum von Escherichia coli und Shigella dysenteriae fast vollständig. Nähere Angaben fehlen [158]. Folgerichtig wird für das Diterpen Carnosol im Reihenverdünnungstest bakteriostatische und fungistatische Wirksamkeit festgestellt: MHK 1:10.000 gegenüber Staphylococcus aureus, MHK 1:1000 gegenüber Escherichia coli und Epidermophyten [136]. Signifikante Wirksamkeit gegenStaphylococcus aureus wird ohne nähere Angaben auch für Carnosolsäure und ihren 12-O-Methylether berichtet[138]. Als Wirkmechanismus wird eine Hemmung der Nucleinsäurebiosynthese angegeben, indem Carnosolsäure den Einbau von [3H]-Thymidin und [3H]-Uridin in DNA und RNA von Staphylococcus aureus hemmt [157]. Weitere Angaben zur antimikrobiellen Wirkung s. → Salviae officinalis aetheroleum Antivirale Wirkung. Ein 10-mm-Filterplättchen wird mit 0,02 mL eines Salbeiinfuses (1:10) benetzt. Es erfolgt Agardiffusion in einen geschlossenen, mit Plaques verschiedener Viren besiedelten HELA-Zellrasen. Bei antiviraler Aktivität kann um die Scheibe eine plaquefreie Zone lebender HELA-Zellen mit Vitalfarbstoff angefärbt und als Hemmhof gemessen werden. Ergebnis: 15 bis 30 mm Hemmhöfe gegenüber Herpes hominis HVP 75 (Typ 2), Influenza A2 Mannheim 57 und Vaccinevirus; kein Hemmhof bei Poliovirus Typ 1 [177]. 0,3 mL Heißwasserauszug (1:10) wirken bei Injektion in die Allantois von 9 bis 11 Tage alten befruchteten Hühnereiern antiviral gegenüber Newcastle-Virus (Stamm 11914, Ei) und Herpes-simplex-Virus (HF, Mäusehirn), dargestellt als Überlebensrate der Embryonen im Vergleich zu einem Blindversuch ohne Salbeiapplikation. Überlebensraten: Newcastle-Virus: 5 von 6 (Kontrolle 0 von 6); Appl. des Virus 24 h nach Salbei; Virusdosis 80 × LD50. Herpes-simplex-Virus: 6 von 7 (Kontrolle 0 von 8); Appl. des Virus 2 h nach Salbei, Virusdosis 200 × LD 50. Im Hämagglutinationshemmtest (Meerschweinchen-Erythrocyten) ist die 1:8-Verdünnung o. a. Auszugs antiviral wirksam gegenüber 8 Hemm-Units des Newcastle-Virus. In einem Plaquehemmhoftest mit virusinfizierten Monolayerkulturen von Hühnerembryofibroblasten wird Wirksamkeit gegenüber Herpes-simplex-Viren festgestellt: Hemmhöfe 20 bis 21 mm/0,02 mL Auszug auf Plättchen/Kultur mit 1 mL Virussuspension infiziert[178]. Antihidrotische Wirkung. 18 gesunde Testpersonen erhalten tgl. p. o. 40, 80, 120 oder 160 Tr. der o. a. Zubereitung aus frischen Blättern. Nach 4 h Ruhe ohne Nahrungsaufnahme oder Exkrementabgabe wird die dermale Wasserausscheidung durch Differenzwägung des Körpergewichtes gemessen. Der personenspezifische durchschnittliche Kontrollwert ohne Medikation wurde vorher in einem mindestens dreitägigen Versuch ermittelt. Bei 10 der getesteten 18 Fälle wird eine eindeutige Hemmung der dermalen Wasserausscheidung um 18 bis 52 %, verglichen mit dem Kontrollwert, festgestellt. Die Dosierungen mit 80 und 120 Tr. erweisen sich mit nur 4 Versagern bei 12 Fällen und einer durchschnittlichen Hemmung von 30 ± 9 % am effektivsten. Die Wirkung setzt zwischen dem ersten und vierten Tag der Medikation ein. Nach 9 Tagen läßt die Wirkung nach [160]. Die durchschnittliche Perspirationssenkung beträgt nach 3 × 40 Tr. o. a. Zubereitung aus frischen Blättern 50 %, nach 3 × 20 Tr. 30 bis 40 %; nach 0,5 L eines erkalteten Aufgusses aus frischen Blättern 50 % und nach 0,5 L eines solchen aus getrockneten Blättern 40 %. Die über einen definierten Hautbezirk abgegebene Flüssigkeitsmenge wird gemessen und die Perspirationssenkung durch Vergleich mit dem Ausgangswert vor der Medikation ermittelt. Hierzu steckt das Bein der Versuchspersonen in einem bis zur Mitte des Oberschenkels reichenden, luftdicht verschlossenen Metallstiefel. Wasserfrei getrocknete Luft wird durch den Stiefel, und die erhaltene Abluft durch ein Calciumchlorid-Rohr geleitet. Die dermal ausgeschiedene Flüssigkeit wird von der Abluft an das Calciumchlorid abgegeben und durch Differenzwägung des Calciumchlorid-Röhrchens meßbar [161]. Neben diesen Studien dokumentieren zahlreiche klinische Erfahrungsberichte die schweißhemmende Wirkung des Salbei, die vor allem mit o. a. Frischpflanzenpräparat erhalten wird, z. B. 47 Tuberkulosekranke mit quälendem Nachtschweiß erhalten 3 × 15 bis 3 × 30 Tr.; kein Effekt bei 5 Kranken; ausreichender, den oft mehrmaligen nächtlichen Wäschewechsel erübrigender Effekt bei 10 Kranken; sehr guter Erfolg mit vollständigem Versiegen der Schweiße bei 32 Kranken nach mehrtägiger Behandlung [162]. In der Regel wird bereits nach einwöchiger Behandlung mit 3mal 20 bis 30 Tr. ein deutlicher Rückgang übermäßiger Schweißabsonderung bei Tuberkulose, Neurasthenie, Adipositas, klimakterischen Beschwerden, Morbus Basedow und Hyperhidrosis an Achseln, Händen und Füßen berichtet[163]-[167]. Fast allen Berichten zufolge bestehen die Vorzüge des Frischpflanzenpräparates gegenüber Zubereitungen aus getrockneter Droge in der einfacheren Handhabung und reproduzierbareren Zusammensetzung[168]. Die antihidrotische Wirkung ist zum damaligen Zeitpunkt von enormer klinischer Bedeutung, da einerseits die Grunderkrankungen noch nicht kausal behandelt werden können, andererseits Alternativen wie Atropin oder Agaricin bei vergleichbarer Wirksamkeit mit Compliance-beeinträchtigenden Nebenwirkungen verbunden sind. Antihypertensive Wirkung. In einer Studie an anästhesierten Katzen wirkt ein wäßrig-ethanolischer (Trocken?)Extrakt schwach, aber nachhaltig blutdrucksenkend. Bei i. v. Appl. von 100 oder 150 mg/kg KG beträgt die Blutdrucksenkung nach 90 min 30 % und nach 3 h noch 15 bis 20 % des Ausgangswertes (Blutdrucksenkung der mit Placebo behandelten Kontrolltiere berücksichtigt). Nach Gabe von 300 mg/kg KG intraduodenal werden nach 30 bis 90 min 15 % und nach 3 h 20 % Blutdruckabfall festgestellt. Der Extrakt ist nicht näher spezifiziert [169]. In einem Screeningversuch mit 32 verschiedenen Pflanzen erhalten spontan hypertensive Ratten peroral u. a. 40 mL/kg KG eines mit EtOH 50 % (V/V) hergestellten Auszugs, entspr. 6 g frischen Salbeiblättern. Blutdruck und Herzfrequenz werden nach der Appl. 6 h lang aufgezeichnet. Als Kontrollen fungieren sowohl eine Placebogruppe (0,15 M Kochsalzlsg.) als auch die sog. Referenzgruppe, gebildet aus dem gesamten Pool aller 32 Verumgruppen. Die beobachtete Blutdrucksenkung ist nicht über die gesamte Versuchsdauer einheitlich signifikant: mm Hg nach 15 min –13,1 ± 8,6 (Placebo +5,0 ±2,0/Referenz –4,7 ±0,1), nach 60 min –8,7 ±10,5 (Placebo +5,0 ±1,4/Referenz –0,1 ±1,34), nach 3 h –14,4 ±7,8 (Placebo +2,5 ±7,6/Referenz –0,8 ±1,6). Dagegen wird über die gesamte Versuchsdauer eine ausgeprägte bradycarde Wirkung festgestellt: Herzfrequenz nach 15 min –35,0 ±2,9 (Placebo +2,5±21,7/Referenz –11,6 ±2,9), nach 6 h –67,5 ±24,6 (Placebo +40,0 ±12,9/Referenz –16,1 ±7,1) [170]. Choleretische Wirkung. 0,5 mL eines wäßrigen Aufgusses i. v. führen bei der Ratte nach 60 bis 90 min zu einer kurzzeitigen Erhöhung der biliären Sekretion auf 125 % des Kontrollwertes. Ein mit Ether und Ethylacetat hergestellter Flavonoidextrakt, entspr. 3,3 g Droge/kg KG i. v., steigert die Cholerese kurzzeitig auf 145 % des Kontrollwertes [124]. Spasmolytische Wirkung. Die in physiologischer Kochsalzlösung gelösten Salbeiflavonoide, entspr. 0,5 g Droge/mL, hemmen am Rattenduodenum in vitro Bariumchlorid-, aber nicht Acetylcholin-induzierte Spasmen. Nähere Angaben fehlen [124]. Die tonus- und kontraktionshemmenden Effekte eines wäßrig-alkoholischen (I) und eines Gesamtflavonoid-Extraktes (II) auf die Stimulierung des isolierten Meerschweinchenileums mit jeweils 10–5 oder 10–7 mol/L Acetylcholin, Histamin oder Serotonin bzw. 10–1 mol/L Bariumchlorid wird untersucht. Extrakt (I) reduziert die Wirkung der vier Spasmogene um 70 bis 85 %, Extrakt (II) um 30 bis 60 %. Angaben zu den Extrakten und deren genaue Dosierung fehlen [169]. Zentrale Wirkung. 100 mg/kg KG eines wäßrig-alkoholischen (Trocken?)Extraktes, 10 min vor der Gabe von 80 mg/kg KG Hexobarbital s. c. verabreicht, verzögern zwar den Schlafeintritt, aber führen zu einer statistisch signifikanten Verlängerung des Barbiturat-Schlafes. Bis zum Schlafeintritt zeigen die Tiere keine Verhaltensänderung. Nähere Angaben fehlen[169]. Präparative Fraktionen eines gefriergetrockneten Mazerates aus 5 g Droge und 100 mL EtOH 30 % werdenin vitro auf Hemmung der Bindung von [35S]-t-Butylbicyclophosphorthionat ([35S]-TBPS) an Rattenhirnmembranbruchstücke getestet. Carnosolsäure und Carnosol werden als Wirkprinzipien identifiziert, ihre IC50 mit 33 bzw. 57 μmol/L bestimmt. [35S]-TBPS gilt als Ligand am Ionenkanal des GABA-/Benzodiazepin-Rezeptorkomplexes im Hirngewebe. Die Salbeikomponenten beeinträchtigen nicht die Bindung von Diazepam, Flunitrazepam und Muscimol an die Benzodiazepin- bzw. GABA-Bindungsstellen des Komplexes [180]. Antidiabetische Wirkung. Die Gabe von 100 mL einer 10 %igen Abkochung soll den Blutspiegel von Diabetikern nach 1 h um 6 %, 2 h um 12 %, 3 h um 27 % senken, und die doppelte Dosis den Effekt noch geringfügig steigern. Weiterhin soll nach Glucosebelastung die 20 %igen Abkochung den Blutzucker fast auf den Nüchternwert absinken lassen [184]. Da weder Art der Zuckerkrankheit, noch Ausgangs- und Kontrollwerte vorliegen, und die Ergebnisse seither auch nicht bestätigt werden konnten, bleibt das Ergebnis der Studie fragwürdig. Sonstige Wirkungen.Adstringierende Wirkung: Als relative adstringierende Wirkung, bezogen auf Tannin (Polyphenole, Hautpulver), werden gemessen: Droge 0,05, Rosmarinsäure 1,05 [171]. Antiproteolytische Wirkung: Rosmarinsäure hemmt konzentrationsabhängig mit einer IC50 von 0,9 mol/L die esterolytischen Proteasen, gemessen an 0,02 % (m/V) Trypsin [172]. Antoxidative Wirkung: In Humanthrombocyten hemmt Rosmarinsäure konzentrationsabhängig die Lipidperoxidation von Arachidonsäure und Folgeprodukten zu Malondialdehyd. Die IC50 beträgt 3,4 mmol/L [185]. Weitere Belege zur antioxidativen Wirksamkeit von Droge, Rosmarinsäure oder Carnosolsäure/Carnosol in verschiedenen In-vitro-Modellen s. → Sonstige Verwendung, Haushalt/Gewürze. Antikomplement-Wirkung: Die Salbeitriterpensäuren zeigen eine konzentrationsabhängige Inhibierung (%) von Meerschweinchenkomplement: Ursolsäure (und Crataegolsäure): 100 %/ 0,1 mmol/L; 80 bis 90 %/0,05 mmol/L; <10 %/ 0,01 mmol/L; Oleanolsäure: 40 bis 50 %/ 0,01 mmol/L; 10 bis 20 %/0,05 mmol/L; <10 %/ 0,01 mmol/L[176].

Lokale Anwendung: Entzündung der Mund- und Rachenschleimhaut [72], z. B. Zahnfleischentzündungen, Prothesendruckstellen [154]. Innere Anwendung: Dyspeptische Beschwerden, vermehrte Schweißsekretion [72]. Da die meisten Grunderkrankungen inzwischen kausal behandelt werden können, dürfte sich die Anwendung bei übermäßigem Schwitzen auf klimakterische und vegetative Beschwerden konzentrieren.

Einnahme: Tagesdosis 4 bis 6 g Droge als Aufguß; [72] bei Magen-Darm-Beschwerden mehrmals tgl. den warmen Aufguß aus 1 bis 2 g Droge 30 min vor den Mahlzeiten trinken; Hinweis: Salbeitee soll nicht über längere Zeit eingenommen werden [154]. Bei übermäßiger Schweißsekretion ist es günstiger, den Aufguß kalt zu trinken [161]. Zum Gurgeln und Spülen: 2,5 g Droge auf 100 mL Wasser als Aufguß [72] mehrmals tgl. noch warm anwenden[154]. Teebereitung: Die empfohlene Einzeldosis Droge mit 150 mL oder der angegebenen Menge Wasser heiß übergießen, bedeckt stehen lassen und nach 10 min durch ein Teesieb geben [154]. Als Übergangsraten von der Droge in den Aufguß werden für Campher 36 bis 45 %, für Cineol 23 bis 36 % ermittelt [153]. Einnahme: Tagesdosis 2,5 bis 7,5 g Salbeitinktur, 1,5 bis 3 g Fluidextrakt EB 6; [72] 3mal tgl. 1 bis 4 mL Fluidextrakt 1:1;[181] mittlere Einzelgabe 2,5 g Tinktur bzw. 0,5 g Fluidextrakt [73]. Zum Gurgeln und Spülen: 5 g alkoholischen Auszug auf 1 Glas Wasser [72]. Pinselung: Unverdünnter alkoholischer Auszug [72].

Ernstzunehmende neuere Fallbeschreibungen liegen nicht vor. In einer Notiz wird von einem Fischer und Pilzesammler berichtet. Er leidet seit 10 Jahren an einer ekzematösen Kontaktdermatitis der Hände, die immer wieder bis hin zu Gesicht und Unterarmen aufflackert. Bei Kontakt mit Conyza bonariensis, Erigeron naudini undInula viscosa tritt Verschlimmerung ein. Dieser Patient reagiert im Patch-Test auch positiv auf Salbei [186]. Eine ältere Arbeit berichtet von zwei 27- und 55jährigen Frauen, die nach Gurgeln mit Salbeitee Schwellungen und Entzündungen an Mundschleimhaut und Lippen erleiden. Die umfangreiche Austestung ergibt, daß das Salbeiallergen Duftkomponente ist und sich aus dem wäßrigen Aufguß durch Petroletherextraktion und anschl. Wasserdampfdestillation anreichern läßt. Andererseits sind das aus dieser Droge abdestillierte äth. Öl sowie Borneol, Campher, Cineol und Thujon unwirksam. Die aus dem Öl durch fraktionierte Vakuumdestillation erhaltenen ersten beiden Fraktionen (40 °C, 40 bis 63 °C) sind wirksam. Die Autoren folgern, daß das Potential des Allergens im Verbund des Gesamtöls zumeist aufgehoben wird [187]. Angesichts der breiten Verwendung als Arzneidroge und Gewürz und dieser wenigen vorliegenden Berichte muß Salbei zu den Drogen mit geringstem allergenen Potential gerechnet werden. Bei längerdauernder Einnahme von alkoholischen Extrakten können epileptiforme Krämpfe auftreten [72].

Gegenanzeigen/

Anwendungsbeschränkungen

Während der Schwangerschaft sollen alkoholische Extrakte nicht eingenommen werden [72].

Wechselwirkungen

Keine bekannt [72].

In ganz Europa werden wäßrige Aufgüsse als Spül- und Gurgelmittel volksheilkundlich bei kleineren Verletzungen und Entzündungen der Haut, bei Zahnfleischbluten, Stomatitis, Laryngitis, Pharyngitis sowie zur Zahnfleischstraffung bei schlaffem Gewebe sehr geschätzt. Die innere Anwendung bei Gastropathien, wie z. B. Appetitlosigkeit, Blähungen, Diarrhöe, Enteritis, sowie bei übermäßigem Schwitzen ist ebenfalls verbreitet [74],[182], [183]. Diese Anwendungen sind durch die Aufbereitung entweder belegt oder aufgrund der Salbeiinhaltsstoffe plausibel. Innerlich bei Asthma, Bronchialkatarrhen, Diabetes, nervöser Erschöpfung und Herzschwäche [183], bei Kopfschmerzen [192], bei Menstruationsbeschwerden; [190] lokal bei Tumoren an Mundschleimhaut, Zahnfleisch und anderen äußerlich zugänglichen kerbsartigen Geschwülsten [191]. Zum gegenwärtigen Zeitpunkt sind diese Anwendungen nicht belegt, auch wenn es Versuche zur Objektivierung der antidiabetischen Wirkung gibt (s. → Wirkungen). Vereinzelt werden bei übelriechendem Atem die frischen Blätter einfach zerkaut [183]. Infus als Antihidroticum: 20 g getrocknete Blätter mit 1 L kochendem Wasser aufgießen, 15 min ziehen lassen, kolieren, abpressen, nach Belieben süßen, 3mal tgl. 200 mL [190]. Bei Herzschwäche zur Tonisierung das Decoct oder den Infus. Decoct Nr. 1: 1 Löffel Drogenpulver mit 1 Tasse Wasser erhitzen, rasch abseihen, süßen und trinken; Decoct Nr. 2: 15 g frische Blätter mit 200 g heißem Wasser 3 min lang erhitzen, im Abstand von 1 h je 1 Glas trinken; Infus: 50 g Droge mit 1 L heißem Wasser überbrühen, nach 15 min abseihen, mit Zucker oder Honig gesüßt 4mal tgl. 1 Glas trinken [183]. Bei nervösen Beschwerden und übermäßigem Schwitzen vor jeder Mahlzeit ein Löffelchen oder eine Kapsel à 0,25 g Drogenpulver einnehmen; bei Menstruationsbeschwerden 3mal tgl. 0,5 g Drogenpulver einnehmen [190]. Bei Kopfschmerzen das Decoct nach jeder Mahlzeit einnehmen [192]. Bei krebsartigen Geschwülsten den Aufguß oder die Abkochung für Umschläge oder Wickel verwenden [191]. Innere Anwendung: Bei Asthma aus der Droge gefertigte Medizinalzigaretten rauchen [183]. Bei nervöser Erschöpfung ein tonisierender Wein, hergestellt durch 8tägige Mazeration von 100 g Blättern mit 1 L Weißwein; bei Diabetes nach jeder Mahlzeit 1 Gläschen Wein, bereitet durch 2minütiges Kochen von 100 g Blättern mit 1 L Weißwein; bei Bronchialkatarrhen morgens und vor dem Schlafengehen einen Löffel „expectorierenden Honig“ einnehmen, hergestellt durch Vermengen von 50 g Drogenpulver und 80 g Honig [183]. Äußere Anwendung: Bei Verletzungen zur Reinigung und Wundheilung Waschungen mit einem Wundwein, der durch 1minütiges Erhitzen von 100 g Blättern mit 0,5 L Weißwein hergestellt wird [183]. Bei Tumoren die in eine Salbengrundlage eingearbeitete Droge oder die zusammen mit Salz und Essig zu einer Haftpaste zerstoßene Droge [191].

Tox. Inhaltsstoffe und Prinzip: Vergiftungen mit Salbeiblättern und ihren Zubereitungen sind nicht bekannt. Bzgl. toxischer Inhaltsstoffe s. → Salviae officinalis aetheroleum.

Mutagen: Ein nicht näher spezifizierter Extrakt unterdrückt bei Escherichia coli die Wirkung der Standardmutagene UV-Licht, 4NQO, AF-2, MMS, EMS, MNNG und ENNG. Als Ursache dieser antimutagenen Wirkung werden positive Einflüsse auf den fehlerfreien Kombinationsrepair vermutet. Weitere Angaben fehlen [230].

Reproduktion: An den Tagen 1 bis 10 der Trächtigkeit erhalten Ratten p. o. jeweils 250 mg/kg KG des Trockenrückstandes von Benzol-, Ethanol-, Petrolether- (55 bis 60 °C) oder Wasserextrakten. Die postkoitale Kontrazeptivwirkung wird an Tag 11 laparotomisch sowie später am erfolgten Wurf erhoben und mit unbehandelten Kontrollen verglichen. Signifikante Unterschiede sowohl zwischen den einzelnen Extrakten als auch zwischen diesen und den Kontrollen ergeben sich nicht. Anzahl behandelter Tiere/Anzahl trächtiger Tiere: 6/6 bei allen Extrakten (Kontrollen 6/6); Anzahl Nidationen pro Muttertier: 8,7 ±1,6 (EtOH-Extrakt), 10,2 ±2,8 (Wasserextrakt), 10,7 ±2,6 (Kontrollen); Junge pro Wurf: 7,5 ±1,1 (EtOH), 8,7 ±2,3 (Wasser), 8,4 ±1,9 (Kontrollen). Anhaltspunkte für eine Beeinträchtigung der Fruchtbarkeit während der Schwangerschaft ergeben sich somit nicht [188].

1. Wunderlich R (1967) Oesterr Bot Z 114:383–483

2. Sanders RW, Cantino PD (1984) Taxon 33:64–72

3. Heg, Bd. V, Teil 4, S. 2475–2506

4. Mabberley DJ (1987) The Plant-Book, a Portable Dictionary of the Higher Plants, Cambridge University Press, Cambridge New York New Rochelle Melbourne Sydney, S. 517

5. Hruby K (1962) Preslia 34:368–373

6. FEu, Bd. III, S. 88–192

7. Hgn, Bd. IV, S. 289–346

8. Garcia MC, Velasco A, Lopez G, Garcia D (1975) An Inst Bot Cannilles 32:667, zit. nach Lit. [9]

9. Cabo J, Crespo ME, Jiminez J, Navarro C, Perán E, Zerzuelo A (1987) Plant Méd Phytothér 21:116–121

10. Ivanic S, Savin K (1976) Planta Med 30:25–31 [PubMed]

11. Holeman M, Berrada M, Bellakhdar J, Ilidrissi A, Pinel R (1984) Fitoterapia (Milano) 55:143–148

12. Rizk AM, Al-Nowaihi A (1989) The Phytochemistry of the Flora of Qatar, University of Qatar, Scientific and Applied Research Centre, S. 92–93

13. Rizk AM (1986) The Phytochemistry of the Flora of Qatar, University of Qatar, Scientific and Applied Research Centre, S. 210–213

14. Patudin A, Romanowa A, Sokolow WS, Pribylowa G (1974) Planta Med 26:201–207 [PubMed]

15. Chang HC, Cheng CM, Chen CC, Chen YP, Hsu HY (1989) Chung-hua Yao Hsueh Tsa Chih 41:49–56, zit. nach CA (1989) 111:28635v

16. Epling C, Játiva-M. CD (1962) Bot Mus Leafl Harvard Univ 20:75–76

17. Valdés LJ, Diaz JL, Paul AG (1983) J Ethnopharmacol 7:287–312 [PubMed]

18. Valdés LJ, Butler WM, Hatfield GM, Paul AG, Koreeda M (1984) J Org Chem 49:4716–4720

19. Valdés LJ (1986) J Nat Prod 49:171 [PubMed]

20. Wasson RG (1962) Bot Mus Leafl Harvard Univ 20:77–84

21. Ortega A, Blount JF, Manchand PS (1982) J Chem Soc Perkin Trans 1:2505–2508

22. Crespo ME, Jiminez J, Navarro C, Zarzuelo A (1986) Planta Med 52:367–369 [PubMed]

23. Brieskorn CH, Fuchs A (1962) Dtsch Apoth Ztg 102:1268–1269

24. Adzet T, Canigueral S, Iglesias J (1988) J Biochem Syst Ecol 16:29–32

25. Tomás-Lorente F, Garcia-Grau M, Tomás-Barberán F (1988) Fitoterapia (Milano) 59:62–64

26. Lamaison JL, Petitjean-Freytet C, Carnat A (1990) Ann Pharm Fr 48:103–108 [PubMed]

27. GHo, Bd. VII, S. 106–139

28. Schultze-Motel J (Hrsg.) (1986) Rudolf Mansfeld, Verzeichnis landwirtschaftlicher und gärtnerischer Kulturpflanzen (ohne Zierpflanzen), 2. Aufl., Springer-Verlag, Berlin Heidelberg New York Tokyo, Bd. 3, S. 1174–1178

29. NN (1979) Dragoco Report 26:175–192

30. Formácek V, Kubeczka KH (1982) Essential Oils Analysis by Capillary Gas Chromatography and Carbon-13 NMR Spectroscopy, 1. Aufl., John Wiley & Sons, Chichester New York Brisbane Toronto Singapore, S. 259–267

31. Brieskorn CH, Dalferth S (1964) Dtsch Apoth Ztg 104:1388–1392

32. Vernin G, Metzger J (1986) Perfum Flavor 11:79–84

33. Lawrence BM, Hogg JW, Terhune SJ (1970) J Chromatogr 50:59–65

34. Fournier G, Pages N, Cosperec I (1993) Planta Med 59:96–97 [PubMed]

35. Pecorari P, Melegari M, Vampa G, Albasini A, Rinaldi M, Bianchi A (1980) Boll Chim Farm 119:584–590

36. Marcos Sanz ME, Garcia Vallejo MC, Munoz Lopez Bustamante F, Polo Diez LM (1988) Dev Food Sci 18:147–160

37. Maruzzella JC, Liguori L (1958) J Am Pharm Assoc 47:250–254

38. Kellner W, Kober W (1954) Arzneim Forsch 4:319–325 [PubMed]

39. Cabo J, Crespo ME, Jiminez J, Zarzuelo A (1986) Plant Méd Phytothér 20:213–218

40. Zani F, Massimo G, Benvenuti S, Bianchi A, Albasini A, Melegari M, Vampa G, Bellotti A, Mazza P (1991) Planta Med 57:237–241 [PubMed]

41. Pages N, Fournier G, Velut V, Imbert C (1992) Phytother Res 6:80–83

42. Opdyke DLJ (1976) Food Cosmet Toxicol 14 (Suppl):857–858

43. Millet Y, Tognetti P, Steinmetz MD, Joanny P, Jouglard (1980) Méd Lég Toxicol 23:9–21

44. Steinmetz MD, Joanny P, Millet Y, Giannellini F (1985) Plant Méd Phytothér 19:35–47

45. Leung AY (1980) Encyclopedia of Common Natural Ingredients Used in Food, Drugs, and Cosmetics, John Wiley & Sons, New York Chichester Brisbane Toronto, S. 290–292

46. Secondini O (1990) Handbook of Perfumes and Flavors, Chemical Publishing Co., New York, S. 64

47. AB-DDR

48. Volkmann B, Böhm E, Kretschner P, Wagler M (1990) Zentralbl Pharmakother Laboratoriumsdiagn 129:918–922

49. Günther E (1949) The Essential Oils, Van Nostrand Co., Toronto New York London, Bd. III, S. 710

50. Hünerbein H, Keller K (1981) Pharm Ztg 126:1237–1239

51. Cooke RS, Lyon GD (1971) J Am Chem Soc 93:3840–3841

52. Ross SA, El-Keltawi NE, Megalla SE (1980) Fitoterapia (Milano) 4:201–205

53. Shelef LA, Jyothi EK, Bulgarelli MA (1984) J Food Sci 49:737–740

54. Then M, Kosti E, Verzárné Petri G (1985) Olaj Szappan Kozmet 34:41–43

55. Jalsenjak V, Peljnjak S, Kustrak D (1987) Pharmazie 42:419–420 [PubMed]

56. Brieskorn CH (1950) Arch Pharm 283:33–35

57. Maruzzella JC, Sicurella NA (1960) J Am Pharm Assoc 49:692–694

58. Lord CF, Husa WJ (1954) J Am Pharm Assoc 43:438–440

59. Farag RS, Salem H, Badei AZMA, Hassanein DE (1986) Fette Seifen Anstrichm 88:69–72

60. Kellner W, Kober W (1955) Arzneim Forsch 45:224–229

61. Rice KC, Wilson RS (1976) J Med Chem 19:1054–1057 [PubMed]

62. Debelmas AM, Rochat J (1967) Plant Méd Phytothér 1:23–27

63. Kantarev N, Peicev P (1977) Folia Med (Plovdiv) 19:41–45 [PubMed]

64. Reiter M, Brandt W (1985) Arzneim Forsch 35:408–414 [PubMed]

65. Brandt W (1988)Z Phytother 9:33–39

66. Giachetti D, Taddei E, Taddei I (1987) Planta Med 54:389–392

67. Taddei I, Giachetti D, Taddei E, Mantovani P, Bianchi E (1988) Fitoterapia (Milano) 59:463–468

68. Wenzel DG, Ross CR (1957) J Am Pharm Assoc 46:77–82

69. Kustrak D, Pepeljnjak S (1989) Acta Pharm Jugosl 39:209–213

70. Gastaut H, Cain J, Mercier J, Corriol J (1949) J Physiol (Paris) 41:182A–184A

71. Römmelt H, Drexel H, Dirnagl K (1978) Heilkunst 91:249–256

72. BAz Nr. 90 vom 15.05.1985 in der Fassung vom BAz Nr. 50 vom 13.03.1990

73. EB 6

74. CRC, S. 420–421

75. Pinto-Scognamiglio W (1967) Boll Chim Farm 106:292–300 [PubMed]

76. Millet Y, Jouglard J, Steinmetz MD, Tognetti P, Joanny P, Arditti J (1981) Clin Toxicol 18:1485–1498 [PubMed]

77. Centini F, Comparini IB, Laurini GP (1987) Zacchia (Roma) 60:263–274

78. Bär F, Griepentrog F (1967) Med Ernaehr 8:244–251

79. Kobert R (1906) Lehrbuch der Toxikologie, Enke-Verlag, Stuttgart, zit. nach Lit. [80]

80. Bake vel Bakin MS (1963) Die Salbeidroge im Wandel der Zeit, Dissertation, Universität München

81. Zolotovitch G, Siljanowska K, Stojcev S, Nachev C (1969) Parfuem Kosmet 50:257–260

82. Skramlik Ev (1959) Pharmazie 14:435–445 [PubMed]

83. Ishidate M, Sofuni T, Yoshikawa K, Hayashi M, Nohmi T, Sawada M, Matsuoka A (1984) Food Chem Toxicol 22:623–636 [PubMed]

84. Opdyke DLJ (1974) Food Cosmet Toxicol 12 (Suppl):987–988

85. Heeger F, Bauer KH, Poethke W (1947) Pharmazie 2:274–282

86. Rhyu HY (1979) J Food Sci 44:758–762

87. Bezzi A, Aiello N, Albasini A, Landi R, Marzi V, Melegari M, Ventrelli A, Zanzucchi C (1992) Agricoltura Ricerca 131:97–108

88. Ceylan A (1976) Ege Univ., Ziraat Fak., Derg., Seri A 13:283–288, zit. nach CA (1977) 87:141106x

89. Schib R (1958) Pharm Acta Helv 33:32–50 [PubMed]

90. Putievsky E, Ravid U, Dudai N (1986) J Nat Prod 49:326–329

91. Kustrak D, Kuftinec J, Blazevic N (1984) J Nat Prod 47:520–524

92. Pitarevic I, Kuftinec J, Blazevic N, Kustrak D (1984) J Nat Prod 47:409–412

93. Müller J, Köll-Weber M, Kraus W (1992) Planta Med 58 (Suppl):A678–A679

94. DAB 10

95. Hohmann B (1970) Dtsch Apoth Ztg 110:1095–1096

96. Berger F (1950) Handbuch der Drogenkunde, Verlag für medizinische Wissenschaften Wilhelm Maudrich, Wien Düsseldorf, Bd. 2, S. 292–305

97. Raic D, Novina R, Petricic J (1985) Acta Pharm Jugosl 35:121–125

98. Petricic J, Raic D, Novina R, Kustrak D (1982) Planta Med 45:139–140

99. Tucker AO, Maciarello MJ (1990) J Ess Oil Res 2:139–144

100. Lawrence BM, Hogg JW, Terhune SJ (1971) Parf Cosmét Sav Fr 1:256–259

101. Brieskorn CH, Wenger E (1960) Arch Pharm 293:21–26 [PubMed]

102. Karl C, Pedersen P, Müller G (1982) Planta Med 44:188–189 [PubMed]

103. Rasmussen KE, Rasmussen S, Baerheim Svendsen A (1971) Sci Pharm 39:159–167

104. Ivanic R, Savin K, Robinson F, Milchard MJ (1978) Acta Pharm Jugosl 28:65–69

105. Koedam A (1982) Fitoterapia (Milano) 53:125–141

106. Kustrak D (1988) Pharm Acta Helv 63:254–256

107. Fehr D (1982) Pharm Ztg 127:111–114

108. PF X

109. Brand N (1989–1993) Unveröffentlichte Untersuchungsergebnisse der Chemischen Fabrik Dr. Hetterich/Fürth

110. Embong MB, Haziyev D, Molnar S (1977) Can Inst Food Sci Technol J 10:201–207

111. Brieskorn CH, Dalferth S (1964) Liebigs Ann Chem 676:171–174

112. Kreis P, Hener U, Mosandl A (1990) Dtsch Apoth Ztg 130:985–988

113. Grzunov K, Mastelic J, Ruzic N (1984) Acta Pharm Jugosl 35:175–179

114. Brieskorn CH (1949) Pharm Acta Helv 24:51–57

115. Herrmann K (1954) Arch Pharm 287:142–147

116. Herrmann K (1960) Arch Pharm 293:1043–1048 [PubMed]

117. Herrmann K (1962) Z Lebensm Unters Forsch 116:224–228

118. Murko D, Ramic S, Kekic M (1974) Planta Med 25:295–300 [PubMed]

119. Litvinenko VI, Popova TP, Simonjan AV, Zoz IG, Sokolov VS (1975) Planta Med 27:372–380 [PubMed]

120. Gracza L, Ruff P (1984) Arch Pharm 317:339–345

121. Reschke A (1983) Z Lebensm Unters Forsch 176:116–119

122. Lamaison JL, Petitjean-Freytet C, Carnat A (1991) Pharm Acta Helv 66:185–188 [PubMed]

123. Schulz JM, Herrmann K (1980) Z Lebensm Unters Forsch 171:193–199

124. Lallement-Guilbert N, Bézanger-Beauquesne L (1970) Plant Méd Phytothér 4:92–107

125. Brieskorn CH, Biechele W (1971) Arch Pharm 304:557–561

126. Brieskorn CH, Kapadia Z (1979) Planta Med 35:376–378

127. Masterova I, Uhrin D, Kettmann V, Suchy V (1989) Chem Pap 43:797–803, zit. nach CA (1990) 112:73917v

128. Támas M, Fagarasan E, Ionescu C (1986) Farmacia (Bukarest) 34:181–186

129. Bernáth J, Dános B, Héthelyi É (1991) Herba Hungarica 30:35–46

130. Brieskorn CH, Buchberger L (1973) Planta Med 24:190–195 [PubMed]

131. Brieskorn CH, Fuchs A, Bredenberg JB, McChesney JD, Wenkert E (1964) J Org Chem 29:2293–2298

132. Tucker AO (1986) Botanical Nomenclature of Herbs and Potherbs. In: Craker LE, Simon JE (Hrsg.) Herbs, Spices and Medicinal Plants: Recent Advances in Botany, Horticulture, and Pharmacology, Oryx Press, Encanto Phoenix/Arizona, Bd. 1, S. 33–80

133. Brieskorn CH, Kapadia Z (1980) Planta Med 38:86–90

134. Wenkert E, Fuchs A, McChesney JD (1965) J Org Chem 30:2931–2934

135. Linde H (1964) Helv Chim Acta 47:1234–1239

136. Brieskorn CH, Leiner U, Thiele K (1958) Dtsch Apoth Ztg 98:651–653

137. Steinegger E, Hänsel R (1992) Pharmakognosie, 5. Aufl., Springer-Verlag, Berlin Heidelberg New York London Paris Tokyo Hongkong Barcelona Budapest, S. 345

138. Dobrynin VN, Kolosov MN, Chernov BK, Derbentseva NA (1976) Khim Prir Soedin 5:686–687, zit. nach CA (1977) 86:117603r

139. Le Men J, Pourrat H (1952) Ann Pharm Fr 10:349–351 [PubMed]

140. Brieskorn CH, Schlumprecht L (1952) Arch Pharm 284:239–242

141. Brieskorn CH, Eberhardt KH (1953) Arch Pharm 286:124–129

142. Janot MM, Pourrat H, Le Men J (1952) Ann Pharm Fr 10:433–435 [PubMed]

143. Zimna D, Grzybowski J, Piekos R (1984) Sci Pharm 52:131–141

144. Volkmann B, Böhm E, Kretschner P, Wagler M (1990) Zentralbl Pharmakother Laboratoriumsdiagn 129:866–867

145. Mitteilung der Johannes Bürger Ysatfabrik GmbH, Bad Harzburg zu Salvysat® vom 28.04.1993

146. Steinegger E, Hänsel R (1992) Pharmakognosie, 5. Aufl., Springer-Verlag, Berlin Heidelberg New York London Paris Tokyo Hongkong Barcelona Budapest, S. 344

147. Produktspezifikation „Salbeiblätterfluidextrakt 1:1“, Chemische Fabrik Dr. Hetterich, Fürth/Bayern

148. Mechler E, Kovar KA (1977) Dtsch Apoth Ztg 117:1019–1023

149. Brieskorn CH, Biechele W (1971) Dtsch Apoth Ztg 111:141–142

150. BPI/BAH-Arbeitsgruppe „Extrakte“ (1990) Gemeinsames Ergebnis der Laboratorien Chemische Fabrik Dr. Hetterich und Finzelberg bei der Entwicklung der Monographie Salbeitinktur DAB 10

151. Volkmann B, Böhm E, Kretschner P, Wagler M (1990) Zentralbl Pharmakother Laboratoriumsdiagn 129:856–867

152. Länger R, Mechtler C, Shalforoshan M, Buchmann-Unger M, Jurenitsch J, Kubelka W (1992) Planta Med 58 (Suppl 1):A677

153. Sur SV, Tuljupa FM, Sur LI (1991) J Chromatogr 542:451–458

154. Standard-Zulassung für Fertigarzneimittel (1987/89) Govi-Verlag, Pharmazeutischer Verlag, Frankfurt, Deutscher Apotheker Verlag, Stuttgart

155. GHo, Bd. VII, S. 155

156. Kreutzig L (1982) Pharm Ztg 127:893–894

157. Dodatko TA, Vasiljev VN, Mashkovskii NN, Smirnov VV (1986) Mikrobiol Zh (Kiev) 48:72–74, zit. nach CA (1986) 104:221847z

158. Petkov V (1986) J Ethnopharmacol 15:121–132 [PubMed]

159. Gottshall RY, Lucas RH, Lickfeldt A, Roberts JM (1949) J Clin Invest 28:920–923

160. Schlegel B, Böttner H (1940) Z Ges Expt Med 107:267–274

161. Mayr JK (1932) Fortschr Ther:495–498

162. Zwerg (1925) Dtsch Med Wochenschr 42:1742–1743

163. Zöckler O (1927) Dtsch Arch Klin Med 154:88–93

164. Königer K (1923) Ther Gegenw:394–395

165. Ziemann H (1929) Med Klinik 20:796–797

166. Mayer-Zachart M (1930) Aerztl Sammelblaetter 4:61–62

167. Bonnin (1929) Fortschr Med 47:1011–1012

168. Weiß RF (1926) Fortschr Ther:460–462

169. Todorov S, Philianos S, Petkov V, Harvala C, Zamfirova R, Olimpiou H (1984) Acta Physiol Pharmacol Bulg 10:13–20 [PubMed]

170. De Ribeiro R, de Melo MRF, de Barros F, Gomes C, Trolin G (1986) J Ethnopharmacol 15:261–269 [PubMed]

171. Gracza L (1987) Dtsch Apoth Ztg 127:2256–2258

172. Gracza L, Ruff P (1987) Arch Pharm 320:1249–1253

173. Palitzsch A, Schulze H, Metzl F, Baas H (1969) Fleischwirtschaft 10:1349–1354

174. Gerhardt U, Böhm T (1980) Fleischwirtschaft 60:1523–1526

175. Brieskorn CH, Dömling HJ (1969) Z Lebensm Unters Forsch 141:10–16

176. Wagner H, Fessler B, Knaus U, Wierer M (1987) Zeitschr Phytother 8:135–140

177. May G, Willuhn G (1978) Arzneim Forsch 28:1–7 [PubMed]

178. Herrmann EC, Kucera LS (1967) Proc Soc Exp Biol Med 124:874–878 [PubMed]

180. Rutherford DM, Nielsen MPC, Hansen SK, Witt MR, Bergendorff O, Sterner O (1992) Neurosci Lett 135:224–236 [PubMed]

181. BHP 83

182. Madaus G (1938) Lehrbuch der Biologischen Heilmittel, Abt. 1, Heilpflanzen, Georg Thieme Verlag, Leipzig, Bd. 3, S. 2400–2409

183. Cecchini T (1990) Enciclopedia de las Herbas y de las Plantas Medicinales, Editorial de Vecchi, Barcelona, S. 422–426

184. Ferranini (1936) Ricerca Scientifica (Roma), zit. nach Lit. [80]

185. Gracza L, Koch H, Löffler E (1985) Arch Pharm 318:1090–1095

186. Sertoli A (1978) Contact Dermatitis 4:314–315

187. Urbach, Wiethe (1936) Münch Med Wochenschr 48:, zit. nach Lit. [80]

188. Kholkute SD, Mudgal V, Deshpande PJ (1976) Planta Med 29:151–155

189. Kikuchi T, Hirai K, Sudarso AS (1968) Eiyo To Shokuryo 21:253–256, zit. nach CA (1969) 70:95560q

190. Pen, S. 158, 173

191. Hartwell JL (1969) Lloydia 32:247–296 [PubMed]

192. Leporatti ML, Posocco E, Pavesi A (1985) J Ethnopharmacol 14:65–68 [PubMed]

193. Verzar-Petri G, Then M (1974) Planta Med 25:366–372 [PubMed]

194. Liener H, Sharon N, Goldstein IJ (1986) Applications of Lectins. In: Liener IE, Sharon N, Goldstein IJ (Hrsg.) The Lectins, Properties, Functions, and Applications in Biology and Medicine, Academic Press, Orlando San Diego New York Austin London Montreal Sydney Tokyo Toronto, S. 353–356

195. Bird GWG, Wingham J (1974) Vox Sanguinis 26:163–166 [PubMed]

196. Formácek V, Kubeczka KH (1982) Essential Oils Analysis by Capillary Gas Chromatography and Carbon-13 NMR Spectroscopy, 1. Aufl., John Wiley & Sons, Chichester New York Brisbane Toronto Singapore, S. 273–275

197. Corbier B, Teisseire P (1974) Recherches 19:275–278

198. Colsson M, Perrin A, Derbesy M, Bayle JC, Tanti RM (1985) Parfums Cosmét Aromes 66:53–58

199. Doré JC, Jaubert JN (1985) Parfums Cosmét Aromes 66:79–85

200. Ravid U, Putievsky E (1985) Essential Oils of Israeli Wild Species of Labiatae. In: Baerheim-Svendsen A, Scheffer JJC (Hrsg.) Essential Oils and Aromatic Plants, Martinus Nijhoff/Dr. W. Junk Publishers, Dordrecht (Netherlands), S. 155–161

201. Maurer B, Hauser A (1983) Helv Chim Acta 66:2223–2235

202. Petri G, Dobson S, Then M (1991) Planta Med 57 (Suppl 2):A138–A139

203. Atanassova-Shopova S, Roussinov K (1970) Izv Inst Fiziol (Sofia) 13:89–95

204. Opdyke DLJ, Letizia C (1982) Food Chem Toxicol 20 (Special Issue VI):823–824

205. Opdyke DLJ (1974) Food Cosmet Toxicol 12:865

206. Berger F (1950) Handbuch der Drogenkunde, Verlag für medizinische Wissenschaften Wilhelm Maudrich, Wien Düsseldorf, Bd. 2, S. 305–306

207. Lawrence BM (1986) Perfum Flavor 11:111–115

208. Capasso F, De Simone F, Senatore F (1982) J Ethnopharmacol 6:243–250 [PubMed]

209. Leporatti ML, Pavesi A, Posocco E (1985) J Ethnopharmacol 14:53–63 [PubMed]

210. Tammaro F, Xepapadakis G (1986) J Ethnopharmacol 16:167–174 [PubMed]

211. Poletti A, Schilcher H, Müller A (1990) Heilkräftige Pflanzen, Walter Hädecke Verlag, Weil der Stadt, S. 169

212. CRC, S. 422

213. Ford RA, Api AM, Letizia CS (1992) Food Chem Toxicol 30 (Suppl):1158

214. Malone MH, McChesney JD, Rouzi SA (1991) Fitoterapia (Milano) 62:123–129

215. Putievsky E, Ravid U, Dudai N (1986) J Nat Prod 49:1015–1017

216. Ulubelen A (1990) Planta Med 56:82–83 [PubMed]

217. Iconomou N, Katsiotis S, Ktistis K (1982) Pharm Acta Helv 57:196–200

218. Kustrak D, Pejcinovic M, Kuftinec J, Blazevic N (1986) Acta Pharm Jugosl 36:431–436

219. Kustrak D (1987) Pharm Acta Helv 62:7–13

220. Catsiotis S, Iconomou NG (1984) Pharm Act Helv 59:29–32

221. Harvala C, Menounos P, Argyriadou N (1987) Fitoterapia (Milano) 58:353–356

222. Buil P, Garnero J, Guichard G, Knour Z (1977) Rivista Ital 59:379–384

223. Ulubelen A, Ötztürk S, Isildatici S (1968) J Pharm Sci 57:1037–1038 [PubMed]

224. Abdallah MF, Saleh NAM, Gabr S, Abu-Eyta AM, El-Said H (1983) Phytochemistry 22:2057–2060

225. Brieskorn CH, Klinger H, Polonius W (1961) Arch Pharm 294:25–27 [PubMed]

226. Pharmacopoeia Hellenica (1974) Edito III, zit. nach Lit. [117]

227. Perfumi M, Arnold N, Tacconi R (1991) J Ethnopharmacol 34:135–140 [PubMed]

228. Yanif Z, Dafni A, Friedmann J, Palevitch D (1987) J Ethnopharmacol 19:145–151 [PubMed]

229. Dafni A, Yanif Z, Palevitch D (1984) J Ethnopharmacol 10:295–310 [PubMed]

230. Saigusa S, Ohtsuka A, Nunoshiba T, Sotani T, Nishioka H (1987) Mutat Res 182:230

231. DAC 86

232. ChinP IX

233. Helv VII

234. Volkmann B, Böhm E, Kretschner P, Wagler M (1990) Zentralbl Pharmakother Laboratoriumsdiagn 129: 879–880

235. BAz Nr. 151 vom 26.06.1990

236. BAz Nr. 108a vom 19.06.1986 in der Fassung vom BAz Nr. 177 vom 21.09.1993

237. Efron DH, Holmstedt B, Kline S (1967) Ethnopharmacologic search for psychoactive drugs, proceedings of a symposium held in San Francisco, California, 28.–30.01.1967, Public Health Service, No. 1645, Washington DC, S. 43

238. Hag, Bd. VI, Teil B, S. 244

239. Hance HF (1973) J Linn Soc Bot 13:85–86

240. NN (1977) Flora Reipublicae Popularis Sinicae, delectis florae reipublicae popularis sinicae agendae academiae sinicae edita, Bd. 66/2, S. 145–148

241. Tang W, Eisenbrand G (1992) Chinese drugs of plant origin, chemistry, pharmacology, and use in traditional modern medicine, Springer-Verlag, Berlin Heidelberg New York London Paris Tokyo Hong Kong Barcelona Budapest, S. 891–902

242. Stöger EA, Friedl F (1991) Arzneibuch der Chinesischen Medizin, Monographien des Arzneibuches der Volksrepublik China 1985 und nachfolgender Ausgaben, 2. Aufl., Deutscher Apotheker Verlag, Stuttgart

243. Changwu L (1986) Danshen. In: Chang HM, But PPH (Hrsg.) Pharmacology and applications of Chinese materia medica, World Scientific Publ. Co, Singapore Philadelphia, Bd. 1, S. 255–268

244. Bombardelli E, Verotta L, Barone D (1992) Planta Med 58 (Suppl 1):A664–A665

245. Okamura N, Sato M, Yagi A, Tanonaka K, Takeo S (1992) Planta Med 58:571–573 [PubMed]

246. Koo A (1985) Microvascular techniques for in vivo assay of vasoactive agents from Chinese medicinal herbs. In: Chang HM, Yeung HW, Tso WW, Koo A (Hrsg.) Advances in Chinese medicinal materials research, an international symposium held in Hong Kong, 12.–14.06.1984, World Scientific Publ. Co, Singapore Philadelphia, S. 559–580

247. Gao YG, Song YM, Yang YY, Liu WF, Tang JY (1979) Acta Pharm Sin 14:75–82, zit. nach Lit. [241]

248. Lee CM, Wong HNC, Chui KY, Choang TF, Hon PM, Chang HM (1991) Neurosci Lett 127:237–241 [PubMed]

249. Wang ZL (1985) Chin J Integrat Trad West Med 5:509–510, zit. nach Lit. [241]

250. Hikino H (1985) Chinese medicinal plants used against hepatitis. In: Chang HM, Yeung HW, Tso WW, Koo A (Hrsg.) Advances in Chinese medicinal materials research, an international symposium held in Hong Kong, 12.–14.06.1984, World Scientific Publ. Co, Singapore Philadelphia, S. 217

251. Li CP, Yung KH, Chiu KW (1990) Am J Chin Med 18:157–166 [PubMed]

252. Dong ZT, Jiang WD (1982) Acta Pharm Sin 17:226–228, zit. nach Lit. [241]

253. Chen MK, Young PT, Ku WH, Chen ZX, Chen HT, Yeh HC (1978) Acta Chim Sin 36:199–206, zit. nach Lit.[241]

254. Wang YP, Chen YH, Xu DZ, Jiang WD (1980) Acta Acad Med Primae Shanghai 7:347–353, zit. nach Lit. [241]

255. Jiang WD, Yu YZ, Liu WW, Chen YH, Wang YP, Huang TC (1981) Acta Pharmacol Sin 2:29–33, zit. nach Lit.[241]

256. Chen CC, Chen HT, Chen YP, Hsu HY, Hsieh TC (1986) T'ai-wan Yao Hsueh Tsa Chih 38:226–230, zit. nach CA (1988) 107:211619z

257. Chen WZ, Dong DL, Wang CG, Ting GS (1979) Acta Pharm Sin 14:277–283, zit. nach Lit. [241]

258. Shao HS, Jing XA, Ying LQ, Zhao MM, Gu JE (1981) Nucl Tech:55–57, zit. nach Lit. [241]

259. Ai CB, Li LN (1992) Planta Med 58:197–199 [PubMed]

260. Paulus E, Ding YH (1987) Handbuch der traditionellen chinesischen Heilpflanzen, Karl F. Haug Verlag, Heidelberg, S. 221–222

261. Yamamoto H, Mizutani T, Nomura H (1982) Yakugaku Zasshi 102:596–601 [PubMed]

262. Miyasaka H, Nasu M, Yoneda K (1989) Salvia Miltiorrhiza: in vitro production of cryptotanshinone and ferruginol. In: Bajaj YPS (Hrsg.) Biotechnology in agriculture and forestry 7, Medicinal and aromatic plants II, Springer-Verlag, Berlin Heidelberg New York London Paris Tokyo, S. 417–430

263. Cheng YX, Gan SX, Shu SF, Wang QQ, Guo X, Jing FY (1985) Bull Chin Mater Med 10:161–162, zit. nach Lit.[241]

264. The Council of Europe (1989) Plant preparations used as ingredients of cosmetic products, 1. Aufl., Council of Europe, Publications and Documents Division, Straßburg

265. Feinbrun-Dothan N (Hrsg.) (1977) Flora Palaestina, Teil III, Abb. 228, The Israel Academy of Science and Humanities, Jerusalem

Copyright

Lizenzausgabe mit freundlicher Genehmigung des Springer Medizin Verlags GmbH, Berlin, Heidelberg, New York

Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft Stuttgart, Birkenwaldstraße 44, 70191 Stuttgart

Datenstand

24.01.2013