Calendula

Calendulae flos (Ringelblumenblüten)

Verfasser

Otto Isaac

Übersicht

C > Calendula > Calendula officinalis L. > Calendulae flos (Ringelblumenblüten)

Gliederung

G Calendula

A Calendula arvensis L.

D Calendulae arvensis flos

D Calendulae arvensis herba

A Calendula officinalis L.

D Calendula officinalis hom. HAB 1

D Calendula officinalis hom. HPUS 78

D Calendula officinalis hom. PF X

D Calendula officinalis PF X

D Calendula officinalis spag. Zimpel

D Calendulae flos (Ringelblumenblüten)

D Calendulae flos cum calyce

D Calendulae herba

Synonyme

Flores Calendulae; Calendulae flos sine calyce; Flores Feminell [188]

Sonstige Bezeichnungen

dt.: Feminell, Ringelblumenblüten; Marigold florets, Marigold flowers; Fleur de souci (des jardins), Fleur de tous les mois; Fior d'ogni mese, Fiorrancio dei giardine.

Offizinell

Ringelblumenblüten (Calendulae flos) PhEur 5; Flores Calendulae sine calycibus (Ringelblumenblüten) – EB 6; Calendula – BHP 83; Ringelblumenblüten (Calendulae flos) – DAC 79

Definition der Droge

Die ganzen oder geschnittenen, völlig entfalteten, getrockneten und vom Blütenstandsboden befreiten Einzelblüten der kultivierten, gefüllten Varietät PhEur 5, EB 6, DAC 79; die nach dem völligen Öffnen der Blüten gesammelten und getrockneten Zungenblüten BHP 83.

Charakteristik [-]

Stammpflanzen: Calendula officinalis L.

Herkunft: Die Droge stammt überwiegend aus dem Anbau. Hauptlieferland ist Ägypten neben Ungarn, Polen, der Slowakei und der Tschechischen Republik. In Deutschland beschränkt sich der Anbau auf Sachsen und Thüringen[225].

Gewinnung: Die Aussaat erfolgt direkt ins Freilandvon März bis April mit einer Saatgutmenge von 2 bis 3 kg/ha in einer Tiefe von 2 bis 3 cm [193]. Das Tausendkorngewicht ist durch die Heterokarpie großen Schwankungen unterworfen und kann Werte zwischen ca 4 g für Larvenfrüchte und 14 bis 15 g für Flug- und Hakenfrüchte erreichen[28]. Die Fruchtform hat keinen Einfluß auf Anzahl der Pflanzen, Zahl der Blütenköpfchen und Blütengewicht [46]. Im Handel befindet sich meist Saatgut mit allen Fruchtformen. Die Reinheit des Saatgutes soll 98% und die Mindestkeimfähigkeit 85% betragen [28]. Nach neueren Untersuchungen ist die Keimfähigkeit der Flug- und Hakenfrüchte mit durchschnittlich 35 bzw. 37% höher als die der Larvenfrüchte mit 25%. Am höchsten ist die Keimungsrate in einem phosphor-, kalzium- und eisenreichen Substrat [232]. Durch die Vielgestaltigkeit der Früchte verstopfen die Sägeräte leicht [47]. Eine sorgfältige Standortwahl wirkt sich günstig auf den Ertrag aus. Dabei sollten berücksichtigt werden: Möglichst tiefgründiger, humoser Boden, frei von stauender Nässe, nicht in Senken, engen Tälern oder an Flußläufen.; möglichst offen, aber trotzdem eben; frei von Wurzelunkräutern wie Cirsium arvense, Rumexu.a [225]. Durch intensive UV-Strahlung wird das Wachstum beschleunigt und das Frischgewicht erhöht; dagegen werden Atmung sowie Peroxidase- und Katalaseaktivität herabgesetzt [230]; auch der Gehalt an organischem N sinkt [231]. Es empfiehlt sich eine Düngung mit 70 bis 80 kg/ha P₂O₅ und K₂O bei der Aussaat. Um die Blütenernte nicht zu beeinträchtigen, sollten höchstens 40 kg/ha N gegeben werden [193]. Der Nährstoffentzug in kg/ha bei 600 dt/ha Krautertrag beträgt etwa 190 N, 40 P₂O₅, 300 K₂O, 150 CaO und 30 MgO. Phosphat und Kali sollen einige Zeit vor dem Anbau gegeben werden. Stickstoff wird auf drei Gaben verteilt, eine davon nach dem ersten Schnitt [234]. Zeolithe verlängern den Düngungseffekt. Durch einmaligen Zusatz von 0,2 kg/m² wird der Ertrag an Blüten im 1.Jahr um 11,6% und im 2.Jahr um 55% gesteigert [235]. Besonders effektiv erwies sich der durch Erhitzen aktivierte und mit KCl angereicherte Zeolith Clinoptilolit Zeochem^® [236]. Durch die Wachstumshemmstoffe Cycocel (2-Chloroethyl-trimethyl-ammonium-chlorid) und Alar 85 (Succinaminsäure-2,2-dimethylhydrazid) steigt das vegetative Wachstumstrockengewicht an. Ebenfalls steigen das Blü-tentrockengewicht und die Anzahl der Blütenköpfchen sowie die Ausbeute an Oleanolsäure, β-Sitosterol und Stigmasterol [238]. Der Wachstumsstimulator Ambiol beschleunigt dagegen bei der Varietät „Sakharovskaya orange“ und zweier davon selektierter Formen die Entwicklung und steigert den Gehalt an Extraktivstoffen einschließlich der Flavonoide [239]. Atrinal, Figaron und RSW verstärken ebenfalls das vegetative Wachstum und die Blütenbildung. Der Gehalt an Chlorophyll A und B und an Carotinoiden steigt in den Blüten und Blättern an, ebenfalls der Oleanolgehalt in den Blüten [240]. Die Kulturen sind durch Verunkrautung gefährdet. Unkräuter werden mechanisch-chemisch beseitigt[48],[241], z.B. im Vorauflauf mit Propyzamid oder Trifluralin [47]. Auch Isoxaben, Chlorthaldimethyl und Propachlor sind sichere Herbizide in Calendula-Kulturen [242].Krankheiten und Schädlinge: Erysiphe cichoracearumDC.,Entyloma calendulae(OUD.) DE BY, Alternaria calendulaeNEES und Cercospora calendulaeSACC., Sphaeroteca fuliginea(SCHLTDL.FR.) POLLACCI (Echter Mehltau), Phytomyza atricornisMEIG., Brachycaudus helichrysKALT.,Bemisia tabaciGEN., Aphis fabae SCOP. und Myzus persicaeSULZ, Überträger des Mosaikvirus der Dahlie[47],[193],[245],[246],[247],[248],[251],[252]. Der Befall mit Sphaeroteca fuligineaoderSphaeroteca fuscaist eines der Hauptprobleme bei späten Pflückterminen. Nahe den Penetrationsstellen des Pilzes in der Blattepidermis befinden sich Silikatakkumulationen in Form von Verkrustungen [243]. Gegen Schädlinge empfiehlt sich eine Behandlung auf der Basis von Schwefel, mit Propiconazol oder Deltamethrin [47],[193],[249]. Zur Bekämpfung der Mottenraupen eignet sich Bitoxybacillin-45 [250]. Gegen Franklinella occidentalis (Thysanoptera: Thripidae) ist Methamidophos (O,S-Dimethylthiophosphorsäureamid) am effektivsten [253]. Die Blütezeit beginnt etwa 40 Tage nach der Keimung [224]. Die maschinelle oder manuelle Ernte beginnt Anfang Juli [49]. Etwa ein bis zwei Monate lang können – im Abstand von jeweils wenigen Tagen – die neu entfalteten Blütenköpfchen ohne Achsenanteile gepflückt werden. Voraussetzung für eine optimale maschinelle Pflücke ist ein enger und gleichmäßiger Blühhorizont bei nicht zu engen Pflanzenbeständen, was durch eine Vorpflücke erreicht werden kann[255],[256],[257]. Die Ausbeute an Blütenköpfchen steigt im 2.Jahr des Anbaus an [258]. Im Laufe der Erntezeit verringert sich die Anzahl der Blütenköpfchen [29]. Die Blüten werden im Schatten oder bei einer Temperatur von 35 bis 45° C getrocknet. Künstliche Trocknung ist zweckmäßig, da die Köpfchen sehr langsam austrocknen. Bei Verwendung als Schmuckdroge ist eine Trocknung bei 80° C empfehlenswert, weil bei dieser Temperatur die Farbe am besten erhalten bleibt [47]. Das Trocknungsverhältnis frisch zu trocken beträgt 6 bis 8:1. Das Blütenköpfchen der ungefüllten Varietät hat ein durchschnittliches Frischgewicht von 0,97 g und ein Trockengewicht von 0,135 g, das der gefüllten Varietät von 6,34 g bzw 0,76 g [224]. Der Ertrag an frischen Blütenköpfchen liegt bei 6 bis 9 t/ha, was einem Trockengewicht von 1.200 bis 2.000 kg/ha entspricht [28],[29],[47],[50],[224],[244],[254]. Kelchfreie Ware gewinnt man meist aus den getrockneten Köpfchen, aus denen die Zungenblüten herausgerebelt werden. Der reine Blütenertrag ohne Kelch beträgt 9 bis 15 kg/100 m². Zur Krautgewinnung wird der Bestand Mitte Juli bei Vollblüte geschnitten. Die Krauternte ergibt Erträge von 25 bis 40 kg/100 m², Samenertrag 300 bis 600 kg/ha. Zur Saatgutgewinnung erntet man die Fruchtstände, sobald sich die inneren Larvenfrüchte im August hellbraun verfärben; die Früchte des äußeren Kreises sind dann noch nicht ausgefallen [43],[47],[50]. Von 9 untersuchten Ziersorten hatte „Kablouna Orange“ den höchsten Carotinoid- und „Orangekugel“ den höchsten Flavonoidgehalt [50]. Bei einer Untersuchung der Variabilität von 8 Cultivaren waren die morphologischen Merkmale (Zahl und Trockengewicht der Infloreszenzen, Durchmesser der Blütenköpfchen, Zahl der Zungenblütenkreise) stark umweltabhängig. Dagegen war der Gehalt an Faradiolmonoestern und ψ-Taraxasterol umweltstabil. Chemotypen, bezogen auf diese Komponenten, treten anscheinend nicht auf. Ein hoher Gehalt an Faradiolmonoestern ist stets mit einem hohen Gehalt an ψ-Taraxasterol verbunden (Korrelationskoeffizient c = 0,88). Der Gehalt an ψ-Taraxasterol wird intermediär vererbt, während bei der Vererbung der Faradiol-monoester noch zusätzliche epistatische Effekte (Verschiebung des Maximums zu den höheren Gehalten) zu beobachten sind [226],[227]. Der Flavonoidgehalt der verschiedenen Varietäten unterliegt ebenfalls keinen nennenswerten Schwankungen und ändert sich auch im Verlauf der Vegetationsperiode nicht wesentlich [228]. Durch züchterische Arbeit läßt sich neben der Anbaueignung der Ertrag an Samenöl steigern [237]. Die Zungenblüten weisen einen hohen Gehalt an Carotinoiden, Saponinen und Schleimstoffen auf, während die Röhrenblüten mehr Flavonoide und die Blütenböden mit den Kelchblättern mehr Phenylpropanverbindungen enthalten [229].

Pharmakognosie & Inhaltsstoffe [-]

Ganzdroge: Geschmack. Salzig und schwach bitter BHP 83. Geruch. Schwach. Aussehen. Die Zungenblüten bestehen aus einer gelben oder orangegelben, etwa 3 bis 5 mm, im Mittelabschnitt etwa 7 mm breiten, an der Spitze 3-zähnigen Zunge, einer behaarten, teilweise sichelförmigen, gelblichbraunen bis orangebraunen Röhre mit herausragendem Griffel und 2-teiliger Narbe sowie gelegentlich noch mit einem teilweise gekrümmten, gelblichbraunen bis orangebraunen Fruchtknoten. Die vorhandenen, etwa 5 mm langen Röhrenblüten bestehen aus einer gelben, orangeroten oder rotvioletten, 5-lappigen Blumenkrone und einer gelblichbraunen oder orangebraunen Röhre, die im unteren Teil behaart ist und der meist noch der teilweise gekrümmte geblichbraune bis orangebraune Fruchtknoten anhaftet PhEur NT 99.

Schnittdroge: Geschmack. Aromatisch und bitter. Geruch. Schwach, eigenartig. Aussehen. Die Droge besteht aus den geschnittenen orangeroten bis goldgelben, glänzenden dreizähnigen Zungenblüten mit nach innen gekrümmtem Fruchtknoten ohne Pappus. Die Zungenblüten zeigen vier, nahe dem oberen Rand verlaufende Hauptnerven und an dem basalen röhrenförmigen Teil kleine Haare [126].

Mikroskopisches Bild: Epidermiszellen auf der Oberseite der Zungenblüten teilweise papillenartig vorgewölbt mit hellgelben, kugelförmigen Chromoplasten. Kutikula deutlich gefurcht. Epidermiszellen des Fruchtknotens langgestreckt. Haare mehrzellig mit ein- oder zweireihigem Stiel und spitz zulaufender oder eiförmiger Endzelle. Wenige Drüsenhaare [126].

Pulverdroge: Mikroskopisches Bild. Fragmente der Blumenkrone mit hellgelben Öltröpfchen, einige der Fragmente mit ziemlich großen Spaltöffnungen vom anomocyclischen Typ, andere mit Prismen und sehr kleinen Drusen aus Calciumoxalat; 2-reihige, vielzellige und kegelförmige Deckhaare sowie Drüsenhaare mit 1- oder 2-reihigen, vielzelligen Köpfchen; rundliche Pollenkörner mit einem Durchmesser, der bis zu 40 μm betragen kann, einer spitz-stacheligen Exine und 3 Keimporen; gelegentlich Bruchstücke der Narbe mit kurzen, knollenförmigen Papillen PhEur NT 99.

Verfälschungen/Verwechslungen: Verwechslungen oder Verfälschungen sind möglich mit den Blüten anderer Asteraceen wie Inula-Arten, Anthemis tinctoria L., Doronicum pardalianches L. und Arnica montana L. Die Zungenblüten von Arnica montana sind 3,5 bis 5 cm lang, mit 8 bis 12 Nerven und einem Pappus versehen und unterscheiden sich auch im Aroma. Die Blüten von Doronicum pardalianches sind durch ihre goldgelbe Farbe, die Größe (2 bis 2,5 cm lang, 3 mm breit) und die vier bis fünf Nerven der Zunge sowie das Fehlen eines Pappus an den Strahlblüten weniger gut zu unterscheiden. Anthemis tinctoria hat viel kleinere Zungenblüten: 0,6 bis 1 cm lang und etwa 2 bis 3 mm breit, die Spitze der Zunge ist zwar auch dreizähnig, jedoch sind die beiden äußeren Zähne viel ausgeprägter und sämtliche Zähne sind rundlich statt spitz. Die Färbung der Zungenblüten ist nie orangefarben, sondern höchstens satt dottergelb. Bei den meist dreizähnigen Zungenblüten verschiedener Inula-Arten fällt die geringe Breite der gelben Zungen auf, die fast durchgehend nur 1 bis 1,5 mm breit sind; dazu kommt als Unterscheidungsmerkmal der Pappus. Verwechslungen mit den Blüten von Calendula arvensis sind kaum zu erwarten, denn deren Zungenblüten sind hell oder zitronengelb und nur 0,7 bis 1,2 cm lang [29]. Weit häufiger als Verfälschungen von Caldenduladroge mit artfremden Blüten sind Verfälschungen von Safran (Stigmata Croci) und Arnikablüten mit Calendulablüten. Die mikroskopisch wahrnehmbaren Merkmale, die bei der Beschreibung der Droge genannt werden, lassen sich in diesen Fällen zur Identifizierung heranziehen.

Inhaltsstoffe: Triterpenglykoside. Die Saponoside der Blüten sind am C-3 der Oleanolsäure immer mit Glucuronsäure verbunden, die ihrerseits an β-D-Glucose und/oder an β-D-Galactose gebunden ist. Die 28-Carboxylgruppe kann mit β-D-Glucose verestert sein (28 → 1β) [31]. Die Glykoside der Blüten werden als Saponoside A bis F bezeichnet [11],[52],[53].

Saponoside aus Calendula officinalis

Aus Calendula officinalis ägyptischer Provenienz wurden vier weitere Triterpenoligoglykoside isoliert: Calendasaponin A = 28-O-β-D-Glucopyranosyl (1→2)-[β-D-galactopyranosyl (1→3)]-β-D-glucopyranosiduronsäure; Calendasaponin B = 28-O-β-D-Glucopyranosylcochalsäure-3-O-β-D-galactopyranosyl (1→3)-β-D-glucopyranosiduronsäure; Calendasaponin C = 28-O-β-D-Glucopyranosylcochalsäure-3-O-β-glucopyranosyl (1→2)-[β-D-galactopyranosyl (1→3)]-β-D-glucopyranosiduronsäure und Calendasaponin D = 28-O-β-D-Glucopyranosylmachaerinsäure-3-O-β-D-glucopyranosyl (1→2)-[β-D-galactopyranosyl (1→3)]-β-D-glucopyranosiduronsäure [259].

Calendasaponine aus Calendula officinalis.

Der Gesamtgehalt an Saponosiden beläuft sich auf 2 bis 10 %, bezogen auf das Trockengewicht der Blüten [11],[52], [53]. Triterpenalkohole. Die Blüten enthalten ein Gemisch von überwiegend acylierten pentacyclischen Mono-, Di- und Trihydroxytriterpenen, die sich vom ψ-Taraxen, Taraxen, Lupen, Oleanen und Ursen ableiten [15].

ψ-Taraxasterol

Taraxasterol

Faradiol

Arnidiol

Heliantriol B ₀

Heliantriol B₁

Alle Alkohole kommen frei oder verestert vor. Die Monole sind sowohl außerhalb als auch innerhalb (68 %) der Chromoplasten lokalisiert. Die Triterpendiole finden sich ebenso wie die Triole fast ausschließlich in den Chromoplasten [15], [33], [34], [35]. 10 % der Monole und 98 % der Diole sind verestert, die Monole mit Essigsäure, die Diole hauptsächlich mit Laurinsäure, Myristicinsäure und Palmitinsäure. 98 % der Diolester liegen als 3-Monoester vor, nur 2 % als Diester [35]. Der Monolgehalt der getrockneten Blüten beträgt 0,8 %, davon sind 14 % α-Amyrin (3β-Hydroxyurs-12-en), 4 % β-Amyrin (3β-Hydroxyolean-12-en), 27 % Lupeol (3β-Hydroxylup-20(30)-en), 20 % Taraxasterol (3 β-Hydroxyurs-20(30)-en) und 35 % ψ-Taraxasterol (3 β-Hydroxyurs-20-en) [15], [44], [54]. An 3-Monoestern der Triterpendiole enthalten die getrockneten Blüten ca. 4,0 %. Sie setzen sich zusammen aus ca. 75 % Faradiol-(3 β-,16β-Dihydroxy-ψ-taraxen)-Estern und Arnidiol-(3β,16β-Dihydroxytaraxen)-Estern, 9,8 % Calenduladiol-(3β,16β-Dihydroxylup-20(29)-en)- Estern (Thurberin), 8,6 % Brein-(3β,16β-Dihydroxyurs-12-en)-Estern und 6,1 % Ursadiol(Coflodiol)-(3β,16β-Dihydroxyolean-13(18)-en)-Estern. Der Rest besteht aus Maniladiol-(3β,16β-Dihydroxyolean-12-en)-Estern und Erythrodiol-(3β,28-Dihydroxyolean-12-en)-Estern [14], [15], [39], [55]-[58], [194]. Der höchste Gehalt an Faradiol-3-monoestern wurde in den Zungenblüten gefunden, weniger in den Röhrenblüten und sehr wenig in den Samen und in den Kelchblättern [227]. Nach Untersuchungen zur morphogenetischen Variabilität enthalten die Zungenblüten 0,206 (±0,052)% Faradiollaurat, 1,333 (±0,259)% Faradiolmyristat und 1,418 (±0,212)% Faradiolpalmitat. Der Gehalt in den Röhrenblüten ist 10 mal geringer als in den Zungenblüten und annähernd 10 mal höher als in den Hüllkelchen [261]. In den Blüten sind ferner Triterpentriole enthalten: Heliantriol A₁ (Coflotriol) (3 β,16β,28-Trihydroxyolean-13(18)-en), Helantriol B₀ (3β,16β,28-Trihydroxytarax-20-en), Heliantriol B₁ (3β,16β,28-Trihydroxytarax-20(30)-en), Heliantriol B₂ (3 β, 16β,28-Trihydroxylup-20(29)-en), Heliantriol C (3 β,16β,22-Trihydroxytarax-20-en), Longispinogenin (3β,16β,28-Trihydroxyolean-12-en) und Ursatriol (3,16,21-Trihydroxyurs-12-en) [33], [58], [59]. Nach anderen Angaben besteht die Triterpenalkoholfraktion der Röhrenblüten zu 58,5 % aus Helianol [3,4-seco-19 (10→9) abeo-8α,9β,10α-eupha-4,24-dien-3-ol)], 0,8 % Dammaradien-ol (Dammara-20,24-dien-3β-ol), 7,7 % β-Amyrin (Olean-12-en-3β-ol), 0,3 % Cycloartenol (Cycloart-24-en-3β-ol), 0,5 % Tirucalla-7,24-dienol (Tirucalla-7,24-dien-3β-ol), 3,7 % α-A-myrin (Urs-12-en-3β-ol), 4,2 % Lupeol [Lup-20(29)-en-3β-ol)], 0,2 % 24-Methylencyclo-artanol (24-Methylencycloartan-3β-ol), 22,8 % ψ-Taraxasterol (Taraxast-20-en-3β-ol), 0,9 % Taraxasterol [Taraxast-20(30)-en-3β-ol] und 0,4 % anderen. Die Triterpenalkohole der Zungenblüten enthalten dagegen nur Spuren von Helianol neben 4,2 % Dammaradienol, 15,7 % β-Amyrin, 11,0 % α-Amyrin, 11,4 % Lupeol, 52,7 % ψ-Taraxasterol und 5,0 % Taraxasterol [262]. Sterole. Sterole kommen als freie Alkohole, Ester und Glykoside vor. Der Sterolgehalt der getrockneten Blüten beträgt 0,06 bis 0,08 %, davon sind 15 bis 20 % verestert mit Essigsäure, Laurinsäure, Myristicinsäure und Palmitinsäure. Die freien Sterole verteilen sich auf 49,3 % Stigmasterol, 20,7 % β-Sitosterol, 7 % Campesterol und 1 % Cholesterol, die Sterolester auf 22,6 % Stigmasterol- und 77,4 % Sitosterol-Ester. Die Sterylester machen etwa 20 % des Gesamtsterolgehaltes der Blüten aus [39]. In den Zungenblüten findet sich der höchste Gehalt an Sterylglykosiden; der Aglykonanteil besteht zu 50 % aus β-Sitosterol, zu 35 % aus Stigmasterol und zu 15 % aus Isofucosterol [38]. Außerdem sind 24-Methylencholesterol, 28-Isofucosterol sowie 4β-Methylstigmasta-7,24(28)-dien-3 β-ol und 4β-Methylergosta-7,24(28)-dien-3β-ol nachweisbar [36]-[39], [57], [171]. Carotinoide. Die Farbe der Calendulablüten ist auf den Gehalt an Carotinoiden zurückzuführen. Je nach Blütenfarbe lassen sich zwei Gruppen unterscheiden: Die orangefarbenen Varietäten zeichnen sich durch ihren Gehalt an Carotinen aus. Dagegen enthalten die gelb blühenden Varietäten vorwiegend Xanthophylle, insbesondere 5,8-Epoxide, von denen ein großer Teil verestert ist [8], [42]. Die intensiv orange gefärbten Zungenblüten haben den höchsten Carotinoidgehalt, der bis zu 3% betragen kann [60], [61], [198]. In den verschiedenen Varietäten ist der Gehalt an Carotinoiden wenig unterschiedlich. Lutein überwiegt und Lutein und Zeaxanthin zusammen machen 88 bis 92 % des Gesamtgehaltes aus. Der Gehalt an Epoxy-Verbindungen liegt dagegen unter 3 % [198]. Maßgebend für die Farbintensität der orangefarbenen Varietäten ist das azyklische Lycopin, das in den gelben fehlt. Am häufigsten kommen β-Carotin und Lutein vor [258]. Bisher sind in Calendula officinalis folgende Carotinoide nachgewiesen worden: Antheraxanthin (5,6-Epoxy-5,6-didehydro-β,β-carotin-3,3′-diol), Auroxanthin (5,8,5′,8′-Diepoxy-5,8,5′8′-tetrahydro-β,β-carotin-3,3′-diol), β-Carotin (β,β-Carotin), γ-Carotin (β,ψ-Carotin), ξ-Carotin (7,8,7′8′-Tetrahydro-ψ,ψ′-Carotin), Chrysanthemaxanthin (Epimer von Flavoxanthin), Citroxanthin (5,8-Epoxy-5,8-dihydro-β,β-carotin), Flavochrom (5,8-Epoxy-5,8-dihydro-β,ε-carotin), Flavoxanthin (5,8-Epoxy-5,8-dihydro-β,ε-carotin-3,3′-diol, Lutein [(3R,3′R,6′R)-β,ε-Carotin-3,3′-diol], Luteinepoxid [(3S,5R,6S,3′S,6′R)-5,6-Epoxy-5,6-dihydro-β,ε-carotin-3,3′-diol)], Luteoxanthin (5,6,5′8′-Diepoxy-5,6,5′8′-tetrahydro-β,β-carotin-3,3′diol), Lycopin (ψ,ψ-Carotin), Mutatoxanthin (5,8-Epoxy-5,8-dihydro-β,β-carotin-3,3′-diol), Rubixanthin [(3R)-β,ψ-Carotin-3-ol], Violaxanthin [(3S,5R,6S,3′S,5′R,6′S)-5,6,5′,6′-Diepoxy-5,6,5′,6′-tetrahydro-β,β-carotin-3′,3′-diol] und Zeaxanthin [(3R,3′R)-β,β-Carotin-3,3′-diol] [62],[264]. Ebenfalls nachweisbar ist Loliolid [63], ein 1,3-Dihydroxy-3.5.5-trimethoxycyclohexyliden-4-essigsäurelacton [64] und Oxidationsprodukt von Carotinoiden wie Violaxanthin [65]. Loliolid ist wahrscheinlich identisch mit dem Bitterstoff Calendin [22], [66], [67]. Flavonoide, Cumarine. Die Blüten enthalten Flavonolglykoside mit Isorhamnetin bzw. Quercetin als Aglykon [24], [52], [70], [71], [265] sowie nicht glykosidisch gebundenes Isorhamnetin [22].

Quercetin

Isorhamnetin

Calendula officinalis enthält die folgenden Quercetin- und Isorhamnetinglykoside: Quercetin-3-O-(2″,6″-dirhamnosyl)-glucosid (Fl₁), Isorhamnetin-3-O-(2″,6″-dirhamnosyl)-glucosid (Fl₂), Quercetin-3-O-(2″-rhamnosyl)-glucosid = Quercetin-3-O-neohesperidosid (Fl₃), Isorhamnetin-3-O-(2″rhamnosyl)-glucosid = Isorhamnetin-3-O-neohesperidosid (Fl₅), Quercetin-3-O-(6″-rhamnosyl)-glucosid = Quercetin-3-O-rutinosid (Rutosid), Isorhamnetin-3-O-(6″-rhamnosyl)-glucosid = Isorhamnetin-3-O-rutinosid (Narcissin) (Fl₄), Quercetin-3-O-glucosid (Isoquercitrin) (Fl₆), Isorhamnetin-3-O-glucosid (Fl₇), Isorhamnetin-3-O-glucosyl-glucosid, Isorhamnetin-3-O-(2″-rhamnosyl)-rhamnosid (Calendoflasid)[52],[256],[319]. Während der Blütenentwicklung sinkt der Gehalt an Narcissin und steigt der Gehalt an Isorhamnetin-3-O-(2′,6′-dirhamnosyl)-glucosid. Der einsetzende Abbau dieses Glykosids ist in den abblühenden Infloreszenzen ebenfalls zu erkennen [197]. Die getrockneten Blüten können bis zu 2 % Flavonoide enthalten [258]. Davon entfallen ca. 50 % auf Fl₂, 30 % auf Fl₄ und zwischen 10 und 20 % auf Fl₅ [228]. An Cumarinen enthält die Droge hauptsächlich Scopoletin neben Umbelliferon und Aesculetin [22], [72]. Ätherisches Öl. Das unangenehm riechende ätherische Öl ist in den getrockneten Blüten zu etwa 0,2 % enthalten. Zwischen dem Öl aus frischen und dem aus getrockneten Blüten bestehen nur quantitative Unterschiede [19]. Der Ölgehalt der Röhrenblüten beträgt 0,64 % gegenüber 0,024 % in den Zungenblüten. Die gelben Varietäten enthalten mehr Öl als die orangefarbenen, doch ist die qualitative Zusammensetzung die gleiche [73]. Im ätherischen Öl der frischen Blüten sind mittels GC-MS bisher 66 Substanzen identifiziert worden [263],[266]. Das ätherische Öl besteht überwiegend aus Sesquiterpenen, sowohl Kohlenwasserstoffen als auch sauerstoffhaltigen Verbindungen. Hauptbestandteile sind α-Cadinol (27 %) und T-Cadinol (13 %) [19]. Auch Fettsäuren sind enthalten [74], [75]. Die Kohlenwasserstoff-Fraktion des unverseifbaren Anteils besteht überwiegend aus normalen Paraffinen von C₁₈H₃₈ bis C₃₄H₇₀ [44], [45]. Ionon- und Sesquiterpenglykoside. Aus Calendula officinalis ägyptischer Provenienz wurden zwei Iononglucoside und zwei Sesquiterpenoligoglykoside isoliert: Officinosid A [(3S,5R,8S,9R)-5,8-Epoxy-6-megastigmen-3,9-diol-3-O-β-D-glucopyranosid], Officinosid B [(3S,5R,8R,9R)-5,8-Epoxy-6-megastigmen-3,9-diol-3-O-β-D-glucopyranosid], Officinosid C [12-O-β-D-Fucopyranosyl-selin-(4(15)-en-3β,11-diol-3-O-β-D-glucopyranosid] und Officinosid D (12-O-β-D-Fucopyranosyl-flourensadiol-10-O-β-D-glucopyranosid [259],[267] (s.Formelübersicht: Ionon- und Sesquiterpenglykoside aus Calendula officinalis.).

Ionon- und Sesquiterpenglykoside aus Calendula officinalis.

Polysaccharide. Calendulablüten enthalten 14,75 % wasserlösliche Polysaccharide; [76] es handelt sich um saure, verzweigtkettige Heteroglycane [77], [78], deren Struktur Rhamnoarabinogalactanen bzw. Arabinogalactanen entspricht [25]. Die Blüten enthalten ferner 51,3 bis 68,0 % ethanollösliche Kohlenhydrate und 4,2 bis 11,0 % Pektine (Stengel: 21,2 % bzw. 4,4 %) [268].

Identitaet: Dünnschichtchromatographie. Die DC-Prüfung dient dem Nachweis der flavonoiden Verbindungen[87],[126],[265],[284],[330]. DC nach PhEur NT 99: Untersuchungslösung: Methanolischer Extrakt aus 1,0 g Droge mit 10 mL CH₃OH Referenzlösung: 1,0 mg Kaffeesäure, 1,0 mg Chlorogensäure und 2,5 mg Rutosid in 10 mL CH₃OH Adsorptionsschicht: Kieselgel G Fließmittel: Ethylacetat-wasserfreie Ameisensäure-Wasser (80+10+10 V/V) Detektion: 1 % Diphenylboryloxyethylamin ikn CH₃OH, anschließend 5 % Macrogol in CH₃OH. Betrachtung im UV bei 365 nm. Auswertung: Das DC der Referenzlösung zeigt im unteren Teil die gelblichbraun fluoreszierende Zone des Rutosids, im mittleren Teil die hell bläulich fluoreszierende Kaffeesäure-Zone. Das DC der Untersuchungslösung zeigt eine gelblichbraun fluoreszierende Zone, die in bezug auf ihre Lage der Rutosid-Zone im DC der Referenzlösung entspricht, darunter und direkt darüber je eine gelblichgrün fluoreszierende Zone, ferner eine hell bläulich fluoreszierende Zone, die der Chlorogensäure im DC der Referenzlösung entspricht, darüber eine gelblichgrün fluoreszierende Zone sowie knapp unterhalb der Zone, die der Kaffeesäure im DC der Referenzlösung entspricht, eine hellbläulich flureszierende Zone. Weitere Zonen können vorhanden sein. Eine schnelle und einfache Identifizierung von 15 Flavonoid- und Saponinglykosiden gelingt durch zweidimensionale DC mit Hilfe einer neuartigen „TCL-reaction-box“ [88],[89],[197].

Reinheit: Fremde Beimengungen: Kleine kahnförmige oder kreisförmig eingerollte, am Rücken kurzstachelige, grob quergeriefte Früchtchen dürfen nicht vorhanden sein EB 6. Höchstens 7,0 % fremde Bestandteile. Der Anteil an Hüllkelchblättern darf 5,0 %, der Anteil an Früchten und sonstigen fremden Bestandteilen 2,0 % nicht übersteigen DAC 79, PhEur NT 99. Die gelegentlich in der Droge vorkommenden Früchte sind äußerst vielgestaltig. Die kahnartigen „Flugfrüchte“ sind bis zu 12 mm lang und bis zu 9 mm breit, die „Hakenfrüchte“ sind etwa 18 mm lang und 2 mm breit. Die kleinen „Ringel“- oder „Larvenfrüchte“ erreichen nur eine Länge von 8 mm und eine Breite von 2 mm. Die Früchte sind am Rücken mehr oder weniger kurzstachelig und mit Haken versehen. Höchstens 5 % Hüllkelchblätter; Früchte dürfen nur vereinzelt vorhanden sein [126]. Asche, max.: 11 % EB 6, DAC 79; 10 % PhEur NT 99 [126],; 9 % BHP 83; Säureunlösliche Asche, max.: 2 % BHP 83; Extraktivstoffe (Wasser): Nicht weniger als 20 % BHP 83; Trocknungsverlust: Höchstens 10 % [126]; höchstens 12 % PhEur NT 99

Gehalt: Mindestens 0,4 % Flavonoide, berechnet als Hyperosid und bezogen auf die getrocknete Droge Ph Eur 5. 4 bis 5 % Triterpenalkohole [57],[261],[286], 2 bis 10 % Saponoside [51], bis 3 % Carotinoide [60],[61],[198], 0,2 bis 1 % Flavonoide [68] und 0,2 bis 0,3 % ätherisches Öl [19].

Gehaltsbestimmung: Flavonoide. Erhitzen von 0,8 g Droge und 1 mL einer Lösung von Methenamin (5 g·1^-1) in 20 mL Aceton und 7 mL Salzsäure und Extraktion mit Aceton. Nach Versetzen mit Wasser Ausschüttelung mit Ethylacetat. Untersuchungslösung: 10,0 mL Stammlösung werden mit 1 mL AlCl₃-Reagenz versetzt und mit einer 5 %igen Lösung (V/V) von Essigsäure (98 %) in CH₃OH zu 25,0 mL verdünnt. Kompensationsflüssigkeit: 10,0 mL Stammlösung werden mit einer 5 %igen Lösung (V/V) von Essigsäure (98 %) in CH₃OH zu 25,0 mL verdünnt. Die Absorption der Untersuchungslösung wird bei 425 nm gegen die Kompensationsflüssigkeit gemessen. Der Gehalt an Flavonoiden, berechnet als Hyperosid, errechnet sich aus der Formel A × 1,25 : m A = gemessene Absorption bei 425 nm; m = Einwaage der Droge in Gramm PhEur NT 99 [197],[199]. Die quantitative Bestimmung der Flavonglykoside gelingt auch nach Hydrolyse durch HPLC-Bestimmung der Aglyka [94]. Ein neueres Verfahren bedient sich der HPLC-DAD und der HPLC-MS zur schnellen Trennung und quantitativen Bestimmung der Calendula-Flavonoide [265]. Die Trennung der Flavonol-2-O-glykoside gelingt auch durch RP-HPLC (reversed phase high performance liquid chromatography) und MECC (micellar electrokinetic capillary chromatography) [295],[296]. Die Kombination von HPLC und Thermospray-MS erlaubt eine Unterscheidung zwischen den verschiedenen Glykosylierungsmöglichkeiten [297]. Triterpenalkohole. Die Trennung und Isolierung der genuinen Faradiolester gelingt durch wiederholte SC des Rückstandes eines CH₂Cl₂-Extraktes auf einer 100 × 7 cm-Säule. StationärePhase: Silicagel 60 TSC 0,063-0,2 mm Mobile Phase: n-Hexan-Ethylacetat. Gradienten: 100, 98+2, 96+4, 92+8, 90+10. Strukturaufklärung von Faradiol-3-myristat, Faradiol-3-palmitat und ψ-Taraxasterol mittels MS, ¹H-NMR, ¹³C-NMR und 2D-NMR [285]. Auf gleiche Weise läßt sich der Gehalt an Faradiolestern bei einer größeren Anzahl von Einzelpflanzen durch DC eines CH₂Cl₂-Extraktes bestimmen [227]. Eine HPLC-Methode zur Trennung und quantitativen Bestimmung von Faradiollaurat, Faradiolmyristat und Fardiolpalmitat ist unter folgenden Bedingungen möglich [261]: Extraktion: mit CH₂Cl₂ Reinigung: durch präparative DC Sorptionsschicht: Kieselgel 60 F₂₅₄ (20 x 10 cm; Schichtdicke: 0,25 mm) Fließmittel: n-Hexan-Ethylacetat (8:2) Die Zone zwischen hRf 35 und hRf 83 wird abgekratzt, in CH₂Cl₂ aufgenommen, mit Lupeolacetat als innerem Standard versetzt und mittels HPLC untersucht:Stationäre Phase: LiChrospher RP 18-Säule (250 × 4 mm i.d.; 5 μm Teilchengröße) Hewlett Packard; Vorsäule (40 x 4 mm i.d.) mit gleicher Phase Mobile Phase: Lineargradient Methanol-Wasser (mit Trifluoroessigsäure bis zu einem p_H 4) 95:5 bis zu reinem Methanol in 50 min, gefolgt von 20 min isokratischer Elution mit reinem Methanol.Durchfluß: 1,5 mL/min Detektion: UV 210 nm Saponoside. Die Saponoside werden photometrisch durch die Farbreaktion mit Vanillin in saurem Medium bestimmt [91]. Ein neueres Verfahren bedient sich der HPLC unter folgenden Bedingungen [52],[92]: Stationäre Phase: Waters μ-Bondapak C 18-Säule; MobilePhase: CH₃OH-H₂O-H₃PO₄ (80+20+0,2); Konzentration: 5 mg/mL mobile Phase Probenvolumen: 20μL; Detektion: UV 210 nm;Durchfluß: 1 mL/min. Carotinoide. Die Carotinoide lassen sich sowohl kolorimetrisch [60] als auch photometrisch bei einer Wellenlänge von 450 nm [80] bzw. 200 bis 800 nm [61] oder mittels DC, HPLC oder DC-HPLC bestimmen[93],[258],[264],[288],[289]. Ein neueres Verfahren bedient sich der HPLC-Analyse unter isokratischen und Gradientenbedingungen. Die Instrumentation besteht einerseits aus einem System von M45- und M501-Pumpen (Waters), Rheodyne 7010 Sample injector (20 μL Loop), 440 UV-Detektor und automatischem Gradient-Controller; andererseits aus einem System von LC 410 Pumpe (Perkin-Elmer), HP 1040 M Dioden Assay Detector und HP 9300 Chemstation (Hewlett Packard). Eine reversed-phase Bondclone 10 10 C₁₈-Säule (Phenomenex), 300 × 3,9 mm, 10 μm, wird verwendet. Jedes Analysenergebnis ist der Durchschnitt von zwei HPLC-Bestimmungen. Als Referenzsubstanz dient β-Carotin. Bestimmt wird der in Chloroform aufgenommene Rückstand eines Acetonextraktes. Die Trennung erfolgt unter isokratischen und Gradientenbedingungen und Monitoring bei 450 nm. Bei der isokratischen Elution besteht das Eluens aus Methanol (22 %), Acetonitril (55 %), Methylenchlorid (11,5 %) und Cyclohexan (11,5 %) mit einem Durchfluß von 0,8 mL/min. Bei der Gradientenelution besteht das Eluens A aus Methanol (15%), Acetonitril (75%), Methylenchlorid (5%) und Cyclohexan (5%); Eluens B besteht aus Methanol (15%), Acetonitril (40%), Methylenchlorid (22,5%) und Cyclohexan (22,5%). Das Gradientprogramm besteht aus 100% A in 12 min, dann B in 15 min als Lineargradient. Durchfluß: 0,7 mL/min [244],[258],[290],[291]. Die Farbcharakteristika der Calendula-Pigmente lassen sich mittels Scanner und der Software Adobe Photoshop bestimmen. In den Blütenblättern wurden 15 gelbe und orange-farbene Pigmente ermittelt [292].

Lagerung, Stabilität, Verwendung, u. a. [-]

Lagerung: Gut verschlossen, vor Licht geschützt PhEur NT 99. Höchstens drei Jahre. Vor Licht geschützt DAC 79. Vor Licht und Feuchtigkeit geschützt [126].

Zubereitungen: Die Blütendroge findet Verwendung zur Herstellung von Tinkturen, Fluidextrakten und Aufgüssen[29]. Die Kneipp' sche Calendula-Salbe wird aus Blüten und Kraut mit Wachssalbe zubereitet. 100 g Salbe entsprechen 5 g Blüten und 15 g Kraut [29],[79]. Seit alters her bekannt sind Schmalz [196] bzw. gehärtetes Erdnußfett [269] als Salbengrundlage. So enthält die Dr.Theiss-Ringelblumensalbe in 100 g den Auszug aus 10 g Blütendroge in einer Salbengrundlage aus Schweineschmalz (Adeps suillus) und Maiskeimöl (Oleum Maydis) [271]. Eine andere Salbenformulierung vereint die fettlöslichen Carotinoide mit den hydrophilen Flavonoiden in einem Emulsionssystem [270]. Die Faradiolmonoester sind in Salbenzubereitungen auch bei längerer Lagerung stabil[272]. Die Herstellung von Calendulaöl erfolgt durch Extraktion der Blüten mit Oliven- oder Erdnußöl im Verhältnis 1:10 [79]. Flüssiger Extrakt 1:1 in 40 %igem Alkohol BPC 34, 1:5 in 90 %igem Alkohol BHP 83. Der Flavonolgehalt von Tinkturen, die mit 60 %igem bzw. 40 %igem Ethanol (V/V) hergestellt werden, ist annähernd gleich (entspr. 72,5 % bzw. 74,1 % d.Th.) doch ist der Gehalt an Einzelsubstanzen unterschiedlich [265]. Zur Anwendung in der Kosmetik werden auch Extrakte verarbeitet mit Isopropyl-myristat, hergestellt durch Extraktion bei Raumtemperatur im Verhältnis 1+9 [80],[81], und hydroglycolische, durch Perkolation oder Turboextraktion gewonnene Extrakte. Als Lösungsmittel dienen Propylenglycol, Glycerol, Diethylenglycol und Polyethylenglycol 400 [273]. Das Verhältnis Droge zu Extrakt beträgt 1:10 [82]. Therapeutisch genutzt werden auch gefriergetrocknete Extrakte [83]. Stabilisierte Extrakte erhält man durch schnelles Gefrieren der frisch geernteten Pflanzen auf –110°C, Mahlen bei –50°C und bis zu 12stündiger Mazeration, Abtrennung durch Zentrifugieren und lichtgeschützte Lagerung [84],[274]. Durch Hochdruckextraktion mit CO₂ lassen sich die lipophilen Bestandteile gewinnen. Das Verfahren hat den Vorteil, daß die Extraktion durch den Ausschluß von Sauerstoff und hohen Temperaturen besonders schonend erfolgt. Dies begünstigt vor allem die Carotinoide. Die Endausbeute an nativen Inhaltsstoffen beträgt ca. 6 Gew.% bei einem Gasdurchsatz von 30 kg CO₂ pro kg Einsatzgut [85],[86]. Die Extraktion läßt sich durch Zusatz von einem Co-Solvens, z.B. Glykolen, optimieren [275]. Durch Zugabe von Adsorptionsmitteln wie Silikaten oder Kieselgel lassen sich unerwünschte Begleitstoffe wie Carotinoide abtrennen [283]. Bei einem Druck von 450 bar und 60°C resultieren 5,3 bis 11 % Extrakt. Im Vergleich zur alkoholischen Soxhletextraktion ist die Ausbeute zwar geringer, doch enthält der CO₂-Extrakt mit 5 % Faradiol bzw.12 % Faradiolmonoester mehr wertgebende Bestandteile als der alkoholische Extrakt mit 0,06 bzw. 0,10 % [276],[277],[278],[279],[280],[281],[282]. Carotinreiche Auszüge werden durch Extraktion mit Chloroform oder Dichlormethan erhalten. Die Extraktion erfolgt im Verhältnis 1:6 bei einer Temperatur von 45 bis 48°C. Mit Chloroform erhält man eine Ausbeute von 8,61 % Extraktivstoffen und 1,65 % Carotinoiden, mit Dichlormethan 8,26 % bzw. 1,58 % [61].

Verwendung: Calendula-Extrakte eignen sich für die Pflege empfindlicher, normaler und trockener Haut, und zur Säuglingspflege [61], [81], [82], [132], [133], [141], [142], [164], [165], [166]. Calendula-Extrakte sind beispielsweise Bestandteil von Gesichtslotionen [61], [167], Badeemulsionen [168], Seifen, Shampoos [61] und Präparaten zur Behandlung von Hautrötung, Ödemen und Sonnenbrand [137].

Gesetzliche Bestimmungen: Standardzulassung „Ringelblumenblüten“ Nummer 1209. 99.99. Aufbereitungsmonographie der Kommission E des BGA „Calendulae flos (Ringelblumenblüten)“ [200].

Pharmakologie [-]

Wirkungen: Antimikrobielle Wirkung. Eine antimikrobielle Wirkung wird dem ätherischen Öl zugeschrieben, besonders den darin enthaltenen Terpenalkoholen und -lactonen [18], [19], [95]. Die Wirkung zeigt sich sowohl im Agardiffusionstest als auch im Verdünnungstest. Mit dem Verdünnungstest sind folgende MID (maximum inhibitory dilution)-Werte gefunden worden: Escherichia coli > 1 : 800, Pseudomonas aeruginosa > 1 : 800, Bacillus subtilis1 : 1600, Staphylococcus aureus 1 : 400 und Candida albicans 1 : 1600. Eine mäßige fungizide Wirkung hat das ätherische Öl auch gegen die Dermatophyten Trichophyton mentagrophytes var. interdigitale, Trichophyton rubrum,Trichophyton concentricum und Epidermophyton floccosum im Verdünnungstest im Sabourod-Medium [19]. Die Flavone sollen wirksam sein gegen Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli, Candida monosa und Sarcinia lutea, nicht dagegen die Saponine [97]. Nach einer anderen Quelle sollen die Saponine zumindest partiell für die fungistatische Aktivität der Calendulablüten verantwortlich sein [103]. Diese Angaben sind nicht interpretierbar, da die Versuchsbedingungen nicht zugänglich sind. Mit Ethanol, Isopropylmyristat oder Propylenglykol hergestellte Extrakte sind antibakteriell wirksam, besonders gegen grampositive Mikroorganismen wie Staphylokokken und Streptokokken [98]-[101]. Die wasserlöslichen Bestandteile des ethanolischen Extraktes sind im Agar-Verdünnungstest ab einer Konzentration von 25 mg/mL deutlich wirksam gegen Staphylococcus aureus [98], [99], [100]. Ein wäßriger Extrakt (1:10) hemmt das Wachstum von Bakterien und Pilzen. Die MHK beträgt für Staphylococcus albicans 5 %, Staphylococcus aureus 10 %, Pseudomonas aeruginosa 5 %, Serratia marcescens 10 %, Klebsiella pneumoniae 10 %, Proteus vulgaris 5 %, Streptococcus faecalis 10 %, Escherichia coli 5 % und für Bacillus cereus 5 % [101]. Im Gegensatz dazu sollen nach einer anderen Untersuchung, deren Versuchsbedingungen nicht zugänglich sind, nur die wasserlöslichen Bestandteile des ethanolischen Extraktes antimikrobiell wirksam sein [102]. Auch eine Wirksamkeit gegen Protozoen ist nachweisbar [96], [105], [106], [107]. Ein trichomonacider Effekt der sauerstoffhaltigen Terpenalkohole und Terpenlactone soll noch in einer Verdünnung von 1 : 1500 000 nachweisbar sein [18], [96]. Die trichomonazide Wirkung wird auf eine Fraktion mit sauerstoffhaltigen Terpenen zurückgeführt, von denen Pedunculatin, α- und β-Ionon, trans-Caryophyllenepoxid, Carvon, Geranylaceton, β-Ionon-5,6-epoxid, Dihydroactinidiolid und Oplapanon identifiziert wurden [18]. Bei eine Trichomonas-vaginalis-Kultur bewirkt Calendulatinktur eine Senkung des Wachstumskoeffizienten um 50 % (Cr₅₀) in einer Konzentration von 0,88 % und eine Reduzierung der maximalen Anzahl einer T.-vaginalis-Population um 50 % (C_Nmax50) in einer Konzentration von 0,59 %; die letale Konzentration für 50 % einer T.-vaginalis-Population (CL₅₀) beträgt 5,49 % [107]. Nach einer russischen Arbeit hat eine marktübliche Calendulatinktur in vitro eine hohe virucide Aktivität gegenüber Grippeviren vom Typ A, Stamm PR-8, und Typ A2, Stamm Frunze. Ferner wird das Wachstum von Herpes-simplex-Viren in transplantierten Hep-2-Zellen deutlich gehemmt. Die Tinktur ist aber nicht in der Lage, das APR-Grippevirus im Hühnerembryo-Test zu neutralisieren. Auch ist keine chemotherapeutische Aktivität bei Mäusen mit durch Grippeviren (Stamm A2 Frunze) induzierter Pneumonie nachweisbar [108]. Extrakte aus getrockneten Calendulablüten hemmen die Replikation von HIV-1 (human immunodeficiency virus type 1). Sowohl organische als auch wässrige Extrakte sind relativ untoxisch gegenüber humanen Lymphocyten-Molt-4-Zellen, aber nur der organische Extrakt besitzt eine potente Anti-HIV-Aktivität im in-vitro-MTT/Tetrazolium-Test. Außerdem werden in Gegenwart von organischem Extrakt (500 μg/mL) nichtinfizierte Molt-4-Zellen bis zu 24 Std. vollständig geschützt vor Fusion und folgendem Absterben bei der Kokultivation von nachhaltig infizierten U 937/HIV-1-Zellen. Der organische Calendulaextrakt verursacht ferner eine signifikante dosis- und zeitabhängige Reduktion der HIV-1-Reverse Transcriptase (RT)-Aktivität. Eine 85 %ige Hemmung wird nach 30 min Behandlung des partiell gereinigten Enzyms in einem zellfreien System erreicht. Die Ergebnisse deuten darauf hin, daß organischer Extrakt aus Calendulablüten anti-HIV-Eigenschaften besitzt [298]. Triterpenoide vom Lupan-, Oleanan- und Ursantyp besitzen einen starken inhibitorischen Effekt gegen HIV-1-RT, so Betulinsäure (IC₅₀ = 7,9 μM), ein Triterpenoid vom Lupantyp, Oleanolsäure (IC₅₀ = 3,1 μM) und Ursol (IC₅₀ = 6,4 μM); die Verbindungen sind also potentielle Anti-Aids-Substanzen [299]. Antiphlogistische Wirkung. Ethanolische Extraktivstoffe hemmen das Carrageeninödem der Rattenpfote [109], [110]. Die Ödemhemmung beträgt bei einer Dosierung von 100 mg/kg p. o. 11 % [110] und bei der Applikation von 1 mL/kg p. o. wäßriger Lösung, entsprechend 7,5 mL Tinktur, 44 % [109]. Ein aus Calendula-Tinktur gewonnener sprühgetrockneter Extrakt vermindert nach i. p. Applikation von 0,45 mg/kg die hyperämisierende Wirkung von Thurfylnicotinat in ähnlicher Weise wie 5 mg/kg Phenylbutazon [109]. Gefriergetrocknete (lyophilisierte) Extrakte vermögen bei der Ratte nach einer gleichzeitigen Injektion von Carrageenin und Prostaglandin E₁ sowohl den inflammatorischen Effekt als auch die Leukozyteninfiltration zu unterdrücken [83]. Isorhamnetinglykoside aus den Blüten hemmen in einer Konzentration von 1,5 x 10^-5 mol x 1^-1die Bildung von Hydroperoxylinolsäure durch Rattenleberlipoxygenase (LOX). Der Hemmeffekt ist am stärksten bei Isorhamnetin-3-O-β-D-glucopyranosid und übertrifft den der Vergleichssubstanz Rutosid [301],[302]. Nach Versuchen mit dem Crotonöltest am Mäuseohr ist das aktive Prinzip lipophiler Natur und läßt sich aus den Blüten mit CO₂ extrahieren: Bei topischer Applikation ergeben 1,2 mg des hydroalkoholischen Gesamtextraktes pro Mäuseohr die gleiche Ödemhemmung von 20 %, die mit 0,1 mg CO₂-Extrakt, entsprechend 2,4 mg Droge erzielt wird. In einer Dosierung von 1200 μg, entsprechend 28,6 g Droge beträgt die Ödemhemmung 70,7 % [111]. Die antiinflammatorische Wirkung des CO₂-Extraktes ist hauptsächlich auf die Triterpendiole zurückzuführen [303]. Faradiol ist die aktivste Verbindung mit einer dosisabhängigen Wirkung, vergleichbar der des Indometacins. Die Veresterung reduziert die Aktivität um mehr als 50 %. Die freien Monole ψ-Taraxasterol, Lupeol, Taraxasterol und β-Amyrin sind weniger aktiv als das freie Diol [304]. Die Triterpenalkohole sind ebenfalls wirksam am durch 12-O-Tetradecanoylphorbol-13-acetat (TPA) induzierten Mäuseohrödem. Eine 50 %ige Hemmung wird mit einer Dosierung von 0,1 bis 0,8 mg/Ohr erzielt. Helianol hatte den stärksten Effekt. Die Ester wirkten schwächer als die freien Triterpendiole und –triole [305],[306],[308]. Heliantriol C, Heliantriol B und Brein hatten an der TPA-induzierten Entzündung des Mäuseohrs eine ziemlich starke Hemmwirkung bei einer Dosis von 0,03 und 0,05 mg/Ohr, die fast vergleichbar mit der des Hydrocortisons war [307]. Ähnliche Ergebnisse wurden mit β-Amyrin und Lupeol an dem durch Ethylphenylpropiolat (EPP) und Carrageenin induzierten Ödem erzielt [309]. Wundheilende Wirkung. Eine mit den ethanolischen und den wäßrigen Extraktivstoffen (1 : 1) hergestellte 5 %ige Salbe stimuliert bei Wistar-Albino-Ratten die physiologische Regeneration und Epithelisierung von experimentell induzierten Wunden. Es kommt zu einer Steigerung der Phagozytoseaktivität und Differenzierung der Makrophagen, wahrscheinlich durch einen intensiveren Metabolismus der Glycoproteine, Nucleoproteine und Collagenproteine während der Regenerationsphase [113], [114]. Calendulatinktur (1:10) verbessert im Tierversuch an männlichen Wistar Albino-Ratten bei topischer Anwendung (1 x tgl.) die wundheilende Wirkung. Bei Inzisionswunden erhöhte sich die Reißfestigkeit (breaking strength) signifikant auf 351,0 ±13,5 g (Kontrolle: 270,0 ±2,1 g) (n = 7; p<0,01). Die Epithelisierungsperiode wurde statistisch signifikant auf 16,50 ±1,0 Tage erhöht. (Kontrolle: 23,00 1,0 Tage) (p<0,001). Bei Exzisionswunden betrug die Wundkontraktion nach 5 Tagen 40,0 ±2,1 %, nach 10 Tagen 74,0 ±0,8 % und nach 15 Tagen 99,0 ±0,5 % (Kontrolle: 50,0 ±2,1 % bzw. 70,0 ±1,2 % bzw. 90,0 ±0,4%) (statistisch nicht signifikant) [310]. Auch Calendulasalbe (5 %ig) beschleunigt an Büffelkälbern die Epithelisierung von Wunden [311]. Bei der topischen Applikation an Ratten mit infizierten (Staphylococcus epidermides) Wunden vermochte Calendulasalbe die Epithelisierung besser zu beeinflussen als Comfrey, Propolis und Honig [312]. Calendula soll die Fibrinbildung verstärken, was sich in einem raschen Wundverschluß und einer guten Granulatbildung auswirken soll[170]. Die wundheilenden und entzündungshemmenden Eigenschaften werden auch auf den gleichzeitig hohen Gehalt an Mangan und Carotin zurückgeführt [116]. Analogiegründe sprechen dafür, das granulationsfördernde Prinzip in den chemisch dem Vitamin A nahestehenden Carotinoiden zu sehen [117]. Andererseits ist es aber bisher nicht gelungen, den Einfluß von Carotinoidfraktionen aus Calendula officinalis auf die für den Wundheilungsprozeß wichtigen Fibroblastenfunktionen Proliferation, Chemotaxis und Kontraktion des Collagens experimentell nachzuweisen [264],[313]. Calendula-Zubereitungen sollen ferner das zelluläre Hydratationsgleichgewicht der Haut verbessern [132], Granulation und Epithelisierung steigern, die Zellneubildung stimulieren sowie Blutzirkulation und Hauttonus verbessern [61]. Experimentelle Angaben zu diesen Befunden sind nicht zugänglich. Immunstimulation. Bei den Saponosiden ist keine Immunstimulation nachweisbar [32]. Polysaccharid-Fraktionen aus Calendula wirken dagegen im Granulocyten- und Carbon-Clearance-Test in einer Dosierung von 10 mg/kg Maus i. p. immunstimulierend [78]. Das Polysaccharid PS-III steigert den Phagocytose-Index bei einer Konzentration von 10 ^–5bis 10^–6 um 54 bis 100 % und ist damit eine der stärksten der in diesem System getesteten Verbindungen [25]. Bei der Maus wird die Phagocytoseaktivität der RES durch den unverseifbaren Extraktanteil stimuliert [115]. Immunstimulierende Eigenschaften werden auch dem Calendulosid B zugeschrieben [90]. Bei der Evaluierung des immunmodulatorischen Effekts hatte Calendulaextrakt keinen direkten mitogenen Effekt auf humane Lymphocyten und Thymocyten (Stimulationsindex SI<0,07). Auf die Proliferation von Lymphocyten in Gegenwart von Phythämagglutinin (PHA) zeigte der Extrakt einen vollständigen Hemmeffekt (SI<0,49). Bei der „mixed lymphocyte reaction“ (MLR) zeigte der Extrakt einen stimulatorischen Effekt bei einer Konzentration von 0,1 bis 10 μg/mL (SI 1,34-1,80). Eine höhere Konzentration hatte einen starken Anstieg des Hemmeffektes zur Folge (SI<0,79) [316]. Antitumorale Wirkung. Ein wäßriger Extrakt soll nach i. v. und i. p. Applikation das experimentelle Crocker-Sarkom 180 bei Mäusen hemmen. Der Index der Antitumorwirkung beträgt 25,8 % [118]. Angaben zur Dosierung sind nicht zugänglich. In vitro haben Calendulaextrakte eine cytotoxische Aktivität auf diploide MRC 5-Zellen, Hep-2-Zellen und Ehrlich-Ascitestumorzellen. In vivo ist eine antitumorale Aktivität auf den Ehrlich'schen Mäuseascitestumor bei einer täglichen Gabe von 25 mg/kg^–1 p. o. nachweisbar[119]. In einem halbquantitativen Mikrotest zeigten die Monodesmoside Arvensosid B und D aus Calendula arvensissowie das Saponin S 2 aus Calendula officinalis in vitro einen zytotoxischen Effekt auf HeLa-Tumorzellen, B 16-Melanomzellen, 3T3-Fibroblasten und humanen 2002-Zellen. Bei einer Konzentration von 50 μg/mL Saponin S2 waren alle Zellen nach 24 Std. abgestorben [317]. Die Triterpene vom Taraxasten-Typ Heliantriol C, Faradiol und Taraxasterol hemmen deutlich die Tumorpromotion durch zweistufige Carcinogenese mit 12-O-Tetradecanoylphorbol-13-acetat (TPA) und 7,12-Dimethylbenz[α]anthracen (DMBA). Sie sind deshalb als potentielle Tumorwachstumsinhibitoren anzusehen [307]. Herz/Kreislauf und ZNS. Beim Hund wurde eine hypotensive und vasodilatorische Wirkung festgestellt [120], [121]. Die Angaben sind nicht nachvollziehbar, da die Versuchsbedingungen nicht zugänglich sind. Für hydroalkoholische Blütenextrakte (1 : 1 und 0,5 : 1 mit 30 %igem Ethanol) wird nach Anwendung an Ratten, Meerschweinchen und Katzen ein inhibierender Effekt auf das ZNS mit deutlicher sedativer Aktivität sowie ein hypotensiver Effekt infolge myotroper Aktivität beschrieben [130]. Experimentelle Daten sind nicht zugänglich. Auch die Saponoside sollen eine deutliche Wirkung auf das ZNS haben und die Spontanmotilität vermindern sowie den Hexobarbitalschlaf verlängern [13], [131]. Experimentelle Daten fehlen. Alkoholische und wäßrige Calendulaextrakte bewirken beim Hund einen kurzzeitigen Abfall des arteriellen Blutdrucks (3-Manometer-Methode). Die Bewegungen des Herzvorhofs werden stark vermindert; es kommt zu einer leichten Bradycardie und zu einer erhöhten peripheren Aktivität. Nach Durchtrennung des Nervus vagus werden die Reaktionen unterdrückt oder stark verlangsamt. Die Extrakte beeinflussen die Peripherie und das ZNS durch Reizung des Vagusnervs im Sinne einer Verminderung der Herztätigkeit, wirken also parasympathomimetisch. Versuche am isolierten Kaninchendarm bestätigen die parasympathomimetische Wirkung: Steigerung des Tonus, manchmal verbunden mit einer Erhöhung der Kontraktionsamplitude [120], [121]. Die vorstehenden Angaben sind nicht nachvollziehbar, da die Versuchsbedingungen nicht zugänglich sind. Estrogene Wirkung. Wäßrige Extrakte (Droge : Extrakt = 1-2 : 1) haben einen tonussteigernden Effekt auf den isolierten Kaninchen- und Meerschweinchenuterus [173]. In Rapsöl aufgenommene wasserlösliche Extraktivstoffe (Droge : Extrakt = 2,5 : 1) haben nach s. c. Injektion von 0,2 mL/Tier eine positive estrogene Reaktion auf die Vaginalschleimhaut von sterilisierten Mäusen. Bezogen auf den Estronstandard beträgt die Aktivität der Calendulablüten 7000 Mäuseeinheiten/kg [123]. Zur Bestimmung der estrogenen Aktivität von Calendula-Fraktionen sind nach sukzessiver Extraktion der pulverisierten Blüten folgende Extrakte erhalten worden (Ausbeute): A = Petrolether (14,4 %), B = Ether (3,2 %), C = Chloroform (1,6 %), D = Methanol (5,5 %), E = Methylessigesterlösl. (2,8 %), F = Methylessigesterunlösl. (2,7 %). G = zusätzlicher wäßriger Extrakt (25,2 %). A, B und C enthalten Carotinoide (Carotin, Lycopin, Violaxanthin), B und D Saponine, D, E, F und G Flavone, B, D, E und F blau fluoreszierende Verbindungen. Für die in Rapsöl aufgenommenen Extraktivstoffe (0,5 mg/mL) ist nach Injektion von 0,2 mL/Tier folgende estrogene Aktivität (Einheiten) ermittelt worden: A = 29, B = 31, C = 19 und G = 27-31. D, E und F sind inaktiv und toxisch [124]. Choleretische Wirkung. Calendula-Aufgüsse sollen bei Hunden die Sekretion der Gallensäuren und der Gallenmenge ohne signifikante Änderung des Gehaltes an Cholesterol und Bilirubin steigern[125]. Experimentelle Daten sind nicht ersichtlich. Hämolytische Wirkung PF X. Die hämolytische Wirkung beträgt für die Saponine S₁ = < 1000 (> 1,000 mg/mL), S₂ = 2700 (0,400 mg/mL), S₃ = < 1000 (> 1,000 mg/mL), S₄ = 48 600 (0,022 mg/ mL), S ₅ = < 1000 (> 0,720 mg/mL) und S₆ = 9,818 (0,110 mg/mL) [52]. Verschiedene Wirkungen. Die tägliche Applikation von 10 bis 50 mg/kg p. o. Calendula-Saponosiden über 12 Wochen normalisiert bei Ratten mit experimenteller, durch Cholesterindiät ausgelöster Hyperlipidämie Serumcholesterol, freie Fettsäuren, Phopholipide, β-Lipoproteine, Gesamtlipide und Triglyceride [127], [128], [129]. An durch Ramasedin provozierten gastrischen Ulcera bei männlichen weißen Wistar-Ratten zeigen zwei von acht Calendulafraktionen einen deutlichen ulcusprotektiven Effekt (Paul's Index –1,16 bzw. –2,05). Experimentelle Details sind nicht ersichtlich [203]. Ein Glycolextrakt (Droge : Extrakt = 1 : 2) wirkt bei Trypanblau-Versuchen an Albino-Kaninchen vasoprotektiv durch Verminderung der Kapillaraktivität in einer lokal auf die Rückenhaut aufgetragenen Dosis von 30 mg. Unter der Behandlung mit dem Extrakt erscheint die Farbe nach 553 ± 13 Sekunden gegenüber 377 ± 49 Sekunden bei der Kontrolle [132]. Die Calendulaglykoside A,B,C,D und F entfalten an Ratten (20 mg/kg KG p.o.) mit Ethanol- oder Indometacin-induzierten Läsionen der Magenschleimhaut einen deutlichen gastroprotektiven Effekt. Sie wirken ferner hypoglykämisch und haben einen starken inhibitorischen Effekt auf den Anstieg des Serumglucose-Spiegels bei mit Glucose gefütterten Ratten. Die Glykoside D und F hemmen außerdem bei Mäusen die gastrische Entleerung signifikant in einer Dosierung von 12,5 bis 100 mg [259]. Therapeutische Wirksamkeit am Menschen Die Monographie Calendulae flos der Kommission E nennt als Anwendungsgebiete für Salbenzubereitungen aus Calendula-Blüten: Wunden, auch mit schlechter Heilungstendenz; Ulcus cruris. Die Wirksamkeit gilt als "traditionell" aus der Erfahrungsheilkunde belegt. In einer offenen klinischen Studie wurden 156 Patienten mit Verbrennungen 2. und 3. Grades für 17 Tage mit einer Calendula-Salbe (Herstellung und Zusammensetzung unzureichend spezifiziert) im Vergleich mit der Salbengrundlage (Vaseline) und einer weiteren Salbe (proteolytischer Wirkstoff, ebenfalls nicht näher spezifiziert) behandelt. Die Responder-Raten der Calendula-Salbe vs. Vaseline waren mit 37/56 Patienten etwas besser als mit der Vaseline-Behandlung (27/56 Patienten)[332]. Die Strahlentherapie zur (Nach)Behandlung von Adenokarzinomen der Mamma führt bei den Patientinnen in aller Regel zu lokaler Dermatitis mit Ödemen, Schmerzen, Juckreiz oder sogar zur Desquamation und Ulceration der Haut. In eine randomisierte, einfach blinde klinische Studie wurden 254 Frauen im Alter von 18 bis 75 Jahren eingeschlossen, die wegen nicht-metastasierender Mamma-Karzinome eine postoperative Strahlentherapie erhielten. Die Studie dauerte 8 Monate. Zur Vorbeugung der Dermatitis wurde, beginnend mit dem 1. Tag der Strahlentherapie und fortgeführt während deren gesamter Dauer, mindestens 2mal täglich von den Patientinnen selbst eine Salbe im Bestrahlungsbereich aufgetragen. Zur Anwendung kamen entweder eine Calendula-Salbe (hergestellt durch Inkubation von Calendula-Blüten mit Vaselin bei 75 °C) oder ein synthetisches Referenzprodukt (Trolamine = Triethanolamin; häufig verwendet in Frankreich zur Behandlung der strahleninduzierten Dermatitis). Das primäre Wirksamkeits-Kriterium war die Verhinderung einer Dermatitis von Grad 2 oder höheren Schweregrades (Definitionen: Grad 0 = nicht erkennbar; Grad 1 = Rötung und Epilation; Grad 2 = Desquamation mit örtlicher Blasenbildung; Grad 3 = konfluierende Desquamation; Grad 4 = Ulceration). Ein sekundärer Zielparameter war die Intensität von Schmerzen, gemessen mittels visueller Analogskala (VAS). Die Schwere-Grade 2 und 3 der Strahlen-Dermatitis wurden von 63 % Häufigkeit in der Trolamine-Gruppe auf 41 % der Fälle in der mit Calendula behandelten Gruppe signifikant reduziert (p <0,001). Eine Dermatitis Grad 3 trat bei 20 % der Frauen unter Trolamine gegenüber 7 % unter Calendula auf; zum Schweregrad 4 kam es in keinem Falle. Die Schmerzintensität, gemessen mit der VAS, erreichte 2,10 mit Trolamine und 1,54 unter der Behandlung mit der Calendula-Salbe (p=0,03). Unter Trolamine gab es 10, unter Calendula keine durch die Dermatitis bedingte Unterbrechungen der Strahlentherapie. Allerdings erklärten 30 % der Frauen in der Calendula-Gruppe die Aufbringung der Salbe als "schwierig", gegenüber 5 % in der Trolamine-Gruppe [333].

Anwendungsgebiete [-]

Äußerlich. Äußere Anwendung: Wunden, auch mit schlechter Heilungstendenz. Ulcus cruris [200]. Vergrößerte und entzündete Lymphknoten, Atherome, akute und chronische Hautentzündungen BHP 83. Innerlich. Innere lokale Anwendung: Entzündliche Veränderungen der Mund- und Rachenschleimhaut [200]. Zur Behandlung von Magenulcera und Darmulcera; als Emmenagogum und bei Dysmenorrhoe BHP 83.

Dosierung & Art der Anwendung [-]

Dosierung. 1 bis 2 g Droge auf 1 Tasse Wasser; [200] 1 g Droge zu einer Tasse Aufguß EB 6; dreimal tgl. 1 bis 4 g Droge als solche oder als Infus BHP 83; 1 bis 2 Teelöffel voll (2 bis 3 g) als Aufguß; 3 Teelöffel voll (= 2,7 g) zum heißen Infus täglich [152]. Teebereitung. Etwa 1 bis 2 Teelöffel voll Ringelblumenblüten werden mit heißem Wasser (ca. 150 mL) übergossen und nach 10 min durch ein Teesieb gegeben. Soweit nicht anders verordnet, wird bei Entzündungen im Mund- und Rachenraum mit dem noch warmen Aufguß mehrmals täglich gespült oder gegurgelt. Zur Behandlung von Wunden wird Leinen oder ein ähnliches Material mit dem Aufguß getränkt und auf die Wunden gelegt. Die Umschläge werden mehrmals täglich gewechselt [126]. Als Diaphoreticum der Aufguß 5 : 100 BHP 83.Zubereitung. Innerlich oder äußerlich: 1 bis 2 Teelöffel (2 bis 4 mL) Tinktur auf 1/4 bis 1/2 L Wasser; [200] zwei- bis dreimal tgl. 30 Tropfen Tinktur [145]. Dreimal tgl. 0,5 bis 1 mL eines flüssigen Extraktes 1 : 1 in 40 %igem Alkohol oder 0,3 bis 1,2 mL einer Tinktur 1 : 5 in 90 %igem Alkohol BHP 83. Innerlich: In akuten Fällen stündlich 15 bis 25 Tropfen, sonst drei- bis viermal tgl. 15 bis 25 Tropfen in etwas warmem Wasser [134], [142]. 2 bis 4 g der Tinktur [152]. Äußerlich: 1 bis 2 Teelöffel Tinktur auf 1/2 L warmem Wasser zu Spülungen, Umschlägen oder zum Gurgeln [134], [142], [145]. Zur Wundbehandlung 1 Eßlöffel Tinktur mit 1/4 L Wasser verdünnt zu Umschlägen;[117] 1 : 10 verdünnt auf Wunden [152]. Salben entsprechend 2 bis 5 g Droge in 100 g Salbe; [200] 10 bis 20 %ige Salbe [142]. Drogenmazerat in Olivenöl, unverdünnt [149].

Unerwünschte Wirkungen [-]

Keine bekannt [61], [80], [90], [200]. Kreuzallergien mit anderen Compositen sind nicht auszuschließen [31], jedoch bisher nicht beschrieben [132],[153],[154],[155],[324],[325],[326]. Gelegentlich werden positive Testreaktionen auf Blütenextrakt (10 %ig) bei Compositen-Allergikern beobachtet [324]. Im Gegensatz zu Arnikablüten verursachen Calendulablüten bzw. deren Zubereitungen nur in seltenen Fällen allergische Reaktionen, was vielleicht auf das Fehlen von Sesquiterpenlactonen zurückzuführen ist. Im Patch-Test an 1032 Patienten reagierte nur 1 Patient positiv auf Calendulasalbe [327]. Es ergab sich auch kein Hinweis auf eine phototoxische Wirkung [328]. In der Literatur wird über einen Fall von anaphylaktischem Schock nach Gurgeln mit Calendulatinktur berichtet, ohne daß nähere Einzelheiten mitgeteilt werden [207].

Gegenanzeigen/

Anwendungsbeschränkungen

Keine bekannt [200].

Volkstümliche Anwendungen &

andere Anwendungsgebiete [-]

Nach einer Umfrage unter Apotheken zählen Ringelblumenblüten zu den 12 Drogen, die als „sehr bedeutend“ eingestuft werden [157]. Äußerlich. Calendulasalbe bei Varicosis, Venenentzündung und Ulcus cruris sowie bei venösen Durchblutungsstörungen mit Varicosis, Thrombophlebitis, Ulcus cruris und damit im Zusammenhang stehenden Hautveränderungen wie Entzündungen, Schrunden, Rhagaden und Ekzemen, Krampfadern [148], [158]. Bei Rißwunden, Schnittwunden, Schlagwunden und Quetschwunden, eitrigen Wunden, Furunkulose, Panaritien, Pharyngitis, Hämorrhoiden, Analekzemen, Proktitis, Lymphadenomen, Hautentzündungen und Conjunctivitis (als Augenlotion) [79], [117], [133], [134], [135], [158], Brandwunden und Sonnenbrand [132], [136], [137], [329]. Zur Behandlung trockener Dermatosen, trockener, zu Rhagaden neigender Ekzeme, bei Flechte, z. B. Bartflechte und bei Akne [138], [139], [140]. Zur allgemeinen Hautpflege und als Hautschutzmittel, besonders bei rauher Haut und rissiger Haut [74], [141], [142], bei Frostschäden und Frostbeulen [133], [143] sowie Bienenstichen [144]. Die Tinktur bei Gingivitiden, Pyorrhoe, Candida von Säuglingen, Lippenerosionen, entzündlichen Erkrankungen der oberen Luftwege und Angina [145] sowie bei Blepharitis [146]. Innerlich. Bei entzündlichen Erkrankungen der inneren Organe, z. B. Cholecystitis, Cholangitis, Cystitis, Cystopyelitis und Adnexitis [134], [149]. Zur Behandlung von Magenulcera und Darmulcera [149], [150], Gastritiden, Spasmen des Verdauungstraktes, Colitis, Enterocolitis und als Cholagogum [145]. Als Emmenagogum und bei Dysmenorrhoe [159]. Die Volksheilkunde betrachtet die Calendula ferner als harntreibendes und schweißtreibendes Mittel, das außerdem bei Krämpfen, Fieber und Obstipation wirkt und bei Leberleiden, Zahnweh, lahmen Gliedern und Augenentzündungen, als herzstärkendes Mittel, zur Vertreibung von Würmern (Goldrosentee), zur Bereitung von Liebesgetränken und als Mittel gegen Warzen und Syphilis empfohlen wird [152], [153], [206]. In der Krebstherapie hat die Calendula seit Matthiolus bis zur Mitte des 19. Jhd. eine besondere, heute vollständig vergessene Rolle gespielt [119], [152]. Bei den angegebenen Anwendungsgebieten ist die Wirksamkeit vielfach nicht belegt.

Toxikologie [-]

Genotoxische Wirkungen. Untersucht wurden Trockenrückstände von Extrakten aus getrockneten „Calendula-Blüten“, vermutlich Blütenständen, mit kochendem Wasser (15 g/l, Trockenrückstand 6,72 mg/mL), einer Mischung aus EtOH 96% und Wasser (5 g mit 500 mL EtOH und 500 ml Wasser stufenweise extrahiert, Trockenrückstand 4,54 mg/mL, Restethanol 0,8%), mit abs. EtOH (15 g/L, Trockenrückstand 19,2 mg/mL, Restethanol 0,34%) und mit Chloroform (15 g/L, Trockenrückstand 10 mg/mL). IM UDS-Test an Rattenhepatocyten induzierten 3,7 und 50 μg/mL des wässr. und 3,7 bis 100 μg/mL des wässr.-ethanol. Extr. eine genotox. Wirkung, gemessen an der gesteigerten Einbaurate von trityliertem deoxy-Thymidin (³HdTTP, DNA-repair über 40% der Kontrolle). In Konzentrationen von 0,8μg/mL reduzierte der wässr. Extr. die Einbauraten unter die Kontrollwerte. Mit den lipophilen Extr. wurden im Konzentrationsbereich 0,2 bis 100 μg/mL keine signifikanten Ergebnisse beobachtet. 20 ng/mL bis 25 μg/mL des wässr. und 0,2 bis 210 ng/mL des wässrig-ethanol. Extraktes antagonisierten im gleichen Modell die durch 1,25 μM Diethylnitrosamin (DEN) verursachten genotox. Wirkungen. 0,4 ng/mL des wässr.-ethanol. bzw. 50 ng/mL des wässr. Extr. hemmen die DEN-Wirkung vollständig. Auch in diesem Modell wirkte der Extr. mit Chloroform nicht antagonisierend, der Extr. mit abs. EtOH erreichte keine signifikante Reduktion. Die Autoren führen die in niedriger Konzentration anti-genotoxitische und in höherer konz. genotox. Wirkung auf Flavonoide zurück, die, konzentrationsabhängig, als Radikalfänger oder oxidationsfördernd wirken können [331].

Acute Toxizität:

Tier. Für wäßrige Extrakte ist bei Mäusen eine LD₅₀ von 375 mg/kg und eine LD₁₀₀ von 580 mg/kg i. v. und i. p. gefunden worden [118]. In eine anderen Arbeit wird die LD₅₀ mit 300 mg/kg Maus i. p. angegeben [202]. Keine Detailangaben ersichtlich. Wäßrig-alkoholische Extrakte mit 30 % EtOH haben eine LD₅₀ von 45 mg/Maus s. c. und eine LD₅₀ von 526 mg/100 g Ratte i. v [130]. Ein Glycolextrakt aus Blüten 2 : 1 ist nach s. c. Applikation von 10 mL/kg bei Albino-Mäusen nicht toxisch [132]. Calendulaöl hat eine LD₅₀ von 20 mL/kg Ratte p.o [320].

Chronische Toxizität:

Tier. Nach Applikation von Calendula-Extrakt (Solvens nicht ersichtlich) an Hamster über 18 Monate und an Ratten über 21 Monate in einer Dosierung von 0,15 g/kg p. o. zeigen sich keine Toxizitätssymptome [61], [118]. In einem 22-Monats-Test wurden Carcinogenitätsstudien mit Calendula-Extrakt (Solvens nicht ersichtlich) an B₆-Ratten in Gruppen von 50 Tieren, männlich und weiblich, insgesamt 100 Versuchs- und 50 Kontrolltiere, mit einer Dosierung von LD₀₅ (= 0,15 g/kg) p. o. vorgenommen. Eine weitere Versuchsserie ist mit Goldhamstern in Gruppen von 50 männlichen und weiblichen Tieren, insgesamt 100 Versuchs- und 50 Kontrolltiere, in der gleichen Dosierung über 18 Monate durchgeführt worden. Der Extrakt ist bei beiden Tierspecies nicht carcinogen [61].

Mutagen: Im qualitativen Ames-Test an verschiedenen Stämmen von Salmonella typhimurium sind die Calendula-Saponoside bis zu einer Dosis von 400 μg weder toxisch noch mutagen [52],[211],[321]. Ein wässriger Aufguß aus Calendulablüten zeigte im Drosophila Wing Somatic Mutation and Recombination Test (SMART) keine genotoxische Wirkung [322]. Nach einer anderen Arbeit zeigte der Rückstand eines hydroalkoholischen Extraktes aus den Blüten genotoxische Eigenschaften bei der mitotischen Trennung von heterozygoten Diploiden D-30 von Aspergillus nidulans. Der Extrakt war dosisabhängig toxisch und genotoxisch im Bereich von 0,1 bis 1,0 mg Feststoff/mL. Der Mutagenitätstest verlief negativ, ebenso der Micronucleus-Test am Knochenmark der Maus [323].

Literatur [-]

1. Norlindh T (1977) Calenduleae – Systematic Review. In: Heywood VH, Harborne JB, Turner B (eds.) The Biology and Chemistry of the Compositae, Acad Press, London, S. 961–987

2. Genaust H (1983) Etymologisches Wörterbuch der botanischen Pflanzennamen, 2. Aufl., Birkhäuser, Basel Boston Stuttgart

3. Meusel H, Ohle H (1966) Öst bot Z 113:191–120

4. Ohle H (1974) Feddes Repert 85:245–283

5. Heyn CC, Dagan O, Nachman B (1974) Israel J Bot 23:169–201

6. Ohle H (1975) Feddes Repert 86:1–17

7. Ohle H (1975) Feddes Repert 86:525–541

8. Goodwin TW (1954) Biochem J 58:90–94 [PubMed]

9. Scheffer JJC (1979) Pharm Weekbl 114:1.149–1.157

10. Kasprzyk Z, Wojciechowski Z (1967) Phytochemistry 6:69–75

11. Vidal-Ollivier E, Balansard G, Faure R et al. (1989) J Nat Prod 52:1.156–1.159

12. Wojciechowski Z, Jelonkiewicz-Konador A, Tomaszewski M et al. (1971) Phytochemistry 10:1121–1124

13. Bialaschik FJ (1982) Dissertation Poznań, Institut für Heilpflanzenforschung

14. Zimmermann J (1946) Helv Chim Acta 29:1.455–1.456

15. Kasprzyk Z, Pyrek J (1968) Phytochemistry 7:1.631–1.639

16. Sliwowski J, Dziewanowska K, Kasprzyk Z (1973) Phytochemistry 12:157–160

17. Adler G, Kasprzyk Z (1975) Phytochemistry 14:627–631

18. Gracza L (1987) Planta Med 53:227 [PubMed]

19. Janssen AM (1989) Dissertation Leiden

20. Jakupovic J, Grenz M, Bohlmann F et al. (1988) Planta Med 54:254–256 [PubMed]

21. Pizza C, De Tommasi N (1988) Phytochemistry 27:2.205–2.208

22. Westhaus RG (1990) Dissertation Düsseldorf

23. Friedrich H (1962) Arch Pharm 295:464–471 [PubMed]

24. Vidal-Ollivier E, Elias R, Faure F et al. (1989) Planta Med 55:73–74 [PubMed]

25. Varljen J, Lipták A, Wagner H (1989) Phytochemistry 28:2.379–2.383

26. Nugteren DH, Christ-Hazelhof E (1987) Prostaglandins 33:403–417 [PubMed]

27. Meier zu Beerentrup H, Röbbelen G (1987) Fat Science Technology 89:227–230

28. Heeger EF (1956) Handbuch des Arznei- und Gewürzpflanzenanbaus. Drogengewinnung. Deutscher Bauernverlag, Leipzig

29. Auster F, Schäfer J (1958) Arzneipflanzen, VEB Georg Thieme, Leipzig

30. Luckner M, Beßler O, Luckner R (1967) Dt Apoth Ztg 107:1923

31. Steinegger E, Hänsel R (1988) Lehrbuch der Pharmakognosie und Phytopharmazie, 4. Aufl., Springer, Berlin Heidelberg New York London Paris Tokyo

32. Lutomski J (1983) Pharm Unserer Zeit 12:149–153 [PubMed]

33. Wilkomirski B (1985) Phytochemistry 24:3.066–3.067

34. Wilkomirski B (1987) Phytochemistry 26:1.635–1.637

35. Adler G, Kasprzyk Z (1976) Phytochemistry 15:205–207

36. Kasprzyk Z, Pyrek J, Turowska G (1968) Acta Biochim Polon 15:149–159

37. Kasprzyk Z, Pyrek J (1967) Roczniki Chem 41:201–208

38. Kasprzyk Z, Turowska G (1969) Bull Acad Polon Sci Ser Sci Chim 17:397–398

39. Wojciechowski Z, Bocheńska-Hryniewicz M, Kucharczak B et al. (1972) Phytochemistry 11:1165–1168

40. Janiszowska W, Kasprzyk Z (1977) Phytochemistry 16:473–476

41. Janiszowska W, Sobocińska E, Kasprzyk Z (1979) Phytochemistry 18:427–430

42. Zechmeister L, von Cholnoky L (1932) Z physiol Chem 208:26–32

43. Theobald D, Röbbelen G (1989) Angew Botanik 63:313–322

44. Stevenson R (1961) J Org Chem 26:5.228–5.230

45. Komae H, Hayashi N (1971) Phytochemistry 10:1.944

46. Schratz E (1954) Planta Med 2:4–15

47. Dachler M, Pelzmann H (1989) Heil- und Gewürzpflanzen, Österreichischer Agrarverlag, Wien

48. Pank F, Ennet D (1988) Pharmazie 43:503–506

49. Herold M, Pank F, Menzel E et al. (1989) Drogen Report 2:43–64

50. Bomme U, Hölzl J, Schneider E (1990) Herba Hungar 29:19–28

51. Vidal-Ollivier E, Diaz-Lanza AM, Balansard G et al. (1990) Pharm Acta Helv 65:236–238

52. Vidal-Ollivier E (1988) Thèse de Doctorat en Science, Université d'Aix-Marseille

53. Tamas M, Hodisan V, Grecu L et al. (1978) St Cerc Biochim 21:89–94, zit. nach: CA (1978) 89:176359

54. Kasprzyk Z, Turowska G, Baranowska E (1969) Bull Acad Polon Sci Ser Sci Chim 17:399–401, zit. nach: CA (1970) 72:21802

55. Pyrek JSt (1977) Roczniki Chem 51:2.493–2.497

56. Pyrek JSt (1977) Roczniki Chem 51:2.331–2.342

57. Wilkomirski B, Kasprzyk Z (1979) Phytochemistry 18:253–255

58. Pyrek JSt (1979) Pol J Chem 53:2.465–2.490

59. Kasprzyk Z, Wilkomirski B (1973) Phytochemistry 12:2.299–2.300

60. Andreeva LG (1961) Aptechnoe Delo 10:46–49, zit. nach: CA (1962) 56:1769 [PubMed]

61. Avramova S, Portarska F, Apostolova B et al. (1988) MBI Med Biol Inf, S. 28–33

62. Tóth G, Szabolcs J (1981) Phytochemistry 20:2.411–2.415

63. Pyrek JSt (1984) J Nat Prod 47:822–827

64. Tóth G, Háznagy A, Bula E (1976) Pharmazie 31:51–52 [PubMed]

65. Ghosal S, Singh AK, Chaudhuri RK (1976) J Pharm Sci 65:1.549–1.551 [PubMed]

66. Suchý M,Herout V (1961) Coll Czech Chem Commun 26:890–892

67. Willuhn G, Westhaus RG (1987) Planta Med 53:305 [PubMed]

68. Peneva P, Ivancheva S, Vitkova A et al. (1985) Plant Science (Sofia) 22:50–56

69. Ocioszynska I, Nartowska J, Strzelecka H (1977) Herba Polon 23:191–199

70. Wagner H, Bladt S, Zgainski EM (1983) Drogenanalyse. Springer, Berlin Heidelberg New York

71. Komissarenko NF, Chernobai VT, Derkach AI (1988) Khim Prir Soedin 795–801, zit. nach: CA (1989) 111:4243q

72. Derkach AI, Komissarenko NF, Chernobai VT (1986) Khim Prir Soedin 777, zit. nach: CA (1987) 106:135330k

73. Marczal G, Cserjési Z, Héthely E et al. (1987) Herba Hungar 26:179–189

74. Vollmann H (1967) Dissertation Saarbrücken

75. Janssen AM, Scheffer JJC, Baerheim Svendsen A (1986) Tagung Ätherische Öle, Bad Bevensen 9/86

76. Chushenko VN, Zhukov GA, Karamova OE et al. (1988) Khim Prir Soedin, S. 585–586, zit. nach: CA (1988) 109:226748

77. Wagner H, Proksch A, Riess-Maurer I et al. (1984) Arzneim Forsch 34:659–661 [PubMed]

78. Wagner H, Proksch A, Riess-Maurer I et al. (1985) Arzneim Forsch 35:1.069–1.075 [PubMed]

79. Lindemann G (1982) Naturheilpraxis, S. 880–881

80. Gorá J, Kalemba D, Kurowska A et al. (1980) Acta Horticult 96:165–171

81. Kurowska A, Kalemba D, Gorá J (1984) POLLENA-TSPK (Tluszcze, Srodki, Piorace, Kosmet) 28:17–20

82. Diemunsch AM, Mathis C (1980) Labo-Pharma, S. 55–63

83. Shipochliev T, Dimitrov A, Aleksandrova E (1981) Veterinary Sciences (Sofia) 18:87–94

84. Parviz M (1986) Fr Demande 2, 608, 932, zit. nach: CA (1989) 110:72733

85. Quirin KW, Gerard D, Grau D et al. (1987) Seifen Öle Fette Wachse 113:539–544

86. Quirin KW, Gerard D (1989) Seifen Öle Fette Wachse 115:57–59

87. Pachaly P (1984) Dt Apoth Ztg 124:2.153–2.161

88. Heisig W, Wichtl M (1988) Planta Med 54:582–583 [PubMed]

89. Heisig W, Wichtl M (1990) Dt Apoth Ztg 130:2.058–2.062

90. Yatsuno AI, Belova LF, Lipkina GS et al. (1978) Farmakol Toksikol 41:556560

91. Mrugasiewicz K, Lutomski J, Mścisz A (1979) Herba Polon 25:107–112

92. Vidal-Ollivier E, Babadjamian A, Maillard C et al. (1989) Pharm Acta Helv 64:156–158

93. Langer K (1976) Dissertation Erlangen-Nürnberg

94. Hasler A, Meier B, Sticher O (1990) bonn bacans, Intern Sympos, Bonn July 17–22, Poster P ₁ 132

95. Vichkanova SA, Adgina VV, Izosimova SB (1977) Rastit Resur 13:428–435, zit. nach: CA 87:162117s

96. Gracza L (1971) Mezhdunar Kongr Efirnym Maslam 4th 1968 (Pub 1971) 1:83–89, zit. nach: CA (1973) 78:106441v

97. Tarle D, Dvorzak I (1989) Farm Vestn (Ljubljana) 40:117–120, zit. nach: CA (1990) 112:42317v

98. Leclerc H (1973) Précis de Phytopharmacie, Masson, Paris, S. 229

99. Felklova M, Janečkova M (1957) Českoslov Farmac 6:577

100. Dumenil G, Chemli R, Balansard G et al. (1980) Ann Pharm Fr 38:493–499 [PubMed]

101. Gasiorowska I, Jachimowicz M, Patalas B et al. (1983) Czas Stomat 36:307–311 [PubMed]

102. Chaplins'ka MG, Golovkin VO (1963) Farmatsevt Zh (Kiew) 18:56–60, zit. nach: CA (1960) 60:3945h

103. Wolters B (1966) Dt Apoth Ztg 106:1.729–1.733

104. Pandey DK, Tripathi NN, Tripathi RD et al. (1982) Angew Bot 56:259–267

105. Fazakas B, Racz G (1965) Farmacia (Bukarest) 13:91

106. Gracza L, Szasz K (1968) Acta Pharm Hung 38:118–125, zit. nach: CA (1973) 78:106441 [PubMed]

107. Samochowiec E, UrbankAska L, Mańka W et al. (1979) Wiad Parazytol 25:77–81 [PubMed]

108. Bogdanova NS, Nikolaeva IS, Scherbakova LI et al. (1970) Farmakol Toksikol 33:349–355 [PubMed]

109. Peyroux J, Rossignol P, Delaveau P (1981) Plant Méd Phytothér 15:210–216

110. Mascolo N, Autore G, Capasso F et al. (1987) Phytotherap Res 1:28–31

111. Della Loggia R, Becker H, Isaac O et al. (1990) Planta Med 56:658

112. Tubaro A, Della Loggia R, Zilli C et al. (1983) Societá Italiana di Farmacognosia, 2 ° Congresso nazionale, Milano 15.–16.12.1983

113. Kloucek-Popova E, Popov A, Pavlova N et al. (1981) Suvrem Med 32:395–399, zit. nach: 114

114. Kloucek-Popova E, Popov A, Pavlova N et al. (1982) Acta Physiol Pharmacol 8:63–67

115. Delaveau P, Lallouette P, Tessier AM (1980) Planta Med 8:63–67

116. Grinkevich NI, Ignateva NS, Safronich LN (1963) Aptechnoe Delo 12:38–40, zit. nach: CA (1964) 61:11001e[PubMed]

117. Hänsel R, Haas H (1983) Therapie mit Phytopharmaka, Springer, Berlin Heidelberg New York Tokyo

118. Manolov P, Boyadzhiev TSV, Nikolov P (1964) Eksperim Med Morfol 3:41–45, zit. nach: CA (1965) 62:9652d

119. Boucaud-Maitre Y, Algernon O, Raynaud J (1988) Pharmazie 43:220–221 [PubMed]

120. Giroux J, Beaulaton S, Boyer J (1951) Bull Soc Pharm Montpellier 11:47–49

121. Boyer J (1949) Thèse Doct Univ Pharm Montpellier; zit. nach: 120

122. Chaplinska MG, Golovkin VO (1962) Farmatsevt Zh (Kiew) 2:35–40; zit. nach [132]

123. Banaszkiewicz W, Mrozikiewicz A (1962) Poznan Towarz Przyjaciol Nauk Wydzial Lekar Prace Komisji Farm 2:35–40, CA (1963) 59:6681g

124. Banaszkiewicz W, Kowalska M, Mrozikiewicz A (1963) Poznan Towarz Przyjaciol Nauk Wydzial Lekar Prace Komisji Farm 1:53–63, zit. nach: CA (1964) 61:2364h

125. Naumenko MA (1941) Farmakol Toksikol 4:22–25, zit. nach: CA (1944) 38:5598

126. Standardzulassung „Ringelblumenblüten“ Nr. 1209.99.99

127. Wojcicki J, Samochowiec L, Kadlubowska D et al. (1977) Herba Polon 23:285–289, zit. nach: CA (1978) 89:140619w

128. Samochowiec L (1983) Herba Polon 29:151–155

129. Wojcicki J, Samochowiec L (1980) Herba Polon 26:233–237, zit. nach: CA (1981) 95:180898s

130. Boyadzhiev TSV (1964) Nauchni Tr Vissh Med Inst Sofia 43:15–20, zit. nach: CA (1965) 63:1114a

131. Wojcicki J, Bartlomowicz B, Samochowiec L (1980) Herba Polon 26:119–122

132. Russo M (1972) Riv Ital EPPOS 54:740–743

133. Proserpio G, Pirro C (1974) Riv Ital EPPOS 56:473–475

134. Fischer G (1966) Heilkräuter und Arzneipflanzen, 3. Aufl., Haug, Ulm

135. Proserpio G (1974) Riv Ital EPPOS 56:39–54

136. Marini D, Ranucci G (1984) Il Prodotto Chimico 25:4–9

137. Aubin MF (1977) Ger Offen 2, 720, 420, zit. nach: CA (1978) 88:659965

138. Ghosh A (1978) Brit Homoeopath J 67:121–123

139. Feier V, Wohlrapp E, Costa GH et al. (1983) Dermato-Venerologia 28:299–302

140. Broutin HJ, Brelet YA (1971) Fr Demande 2, 077, 789

141. Dietrich GJ (1936) Die Zahnheilkunde 16:6

142. Spaich W (1977) Moderne Phytotherapie, Haug, Ulm

143. Wiesenauer M (1987) Homöopathie für Ärzte und Apotheker, Deutscher Apotheker Verlag, Stuttgart

144. Münch W (1939) Dt Z Homöopathie 18:44

145. Turova AD (1974) Medicina, S. 218–222

146. Kolen'ko AB (1961) Oftal'molog Zh (Odessa) 16:29–32

147. Boukef MK (1986) Médecine traditionelle et Pharmacopée. Les plantes dans la médecine traditionelle tunisienne, Agence de Coopération Culturelle et Technique (ACCT), Paris

148. Dastur JF (1962) Medicinal Plants of India and Pakistan, Taraporevala, Bombay

149. Petkov VV (1988) Sovremennaja Fitoterapija (Zeitgenössische Phytotherapie), Verlag Medicina i Fizkultura, Sofia

150. Istudor V, Mantoiu M, Badescu I (1981) Farmacia (Bukarest) 29:41–48

151. Chemli R, Toumi A, Oueslati S et al. (1990) J Pharm Belg 45:12–16 [PubMed]

152. Madaus G (1938) Lehrbuch der biologischen Heilmittel, Bd. I, Georg Thieme, Leipzig

153. CRC (1986) S. 87

154. Mitchell JC, Dupuis G (1971) Brit J Dermatol 84:139 [PubMed]

155. Mitchell JC, Dupuis G (1972) Brit J Dermatol 87:235 [PubMed]

156. Karl J (1983) Phytotherapie, Tibor Marczell, München

157. Wichtl M (1984) Dt Apoth Ztg 124:2058–2062

158. BHP 83

159. CFT (1962) S. 185

160. Willuhn G (1989) Ringelblumen. In: Wichtl M (Hrsg.) Teedrogen, 2. Aufl., Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft, Stuttgart, S. 400

161. Moskalenko SA (1971) J Ethnopharmacol 21:231–251

162. Darias V, Bravo L, Barquin E et al. (1986) J Ethnopharmacol 15:169–193 [PubMed]

163. Cheung KY, Xie JX, But PPH (1986) J Ethnopharmacol 15:1–44 [PubMed]

164. NN (1990) Weleda Nachrichten Heft 178:8

165. Wolf HG (1989) Pharm Ztg 134:29

166. Kurowska A, Kalemba D, Gorá J (1980) POLLENA-TSPK (Tluszcze, Srodki, Piorace, Kosmet) 24:64–73, zit. nach: CA (1981) 95:86112

167. Yankovskaya SA, Kakovskaya NF, Molodtsova AD et al. (1970) USSR 285, 167, zit. nach: CA (1971) 74:115809r

168. Speteanu R, Brad I, Petrescu M et al. (1977) Rom 62, 716, zit. nach: CA (1980) 92:99461

169. Hag (1972) S. 604

170. Hauberrißer E (1940) Hippokrates 11:393–398

171. Pyrek JSt (1969) Chem Commun 3:107–108

172. Chemli R (1986) Thèse Doctorat de Sciences Pharmaceutiques, Université d'Aix-Marseille

173. Shipochliev T (1981) Veterinary Sciences (Sofia) 18:94–98

174. Gerth van Wijk HL (1971) A Dictionary of Plant Names, Asher & Co., Vaals Amsterdam

175. Pizza C, De Tommasi N (1987) J Nat Prod 50:784–789

176. De Tommasi N, Pizza C, Conti C et al. (1990) J Nat Prod 53:830–835 [PubMed]

177. Pinkas M, Torck M, Perrin E (1975) CR Acad Sci Paris 281:447–450

178. Perrin E (1975) Thèse Doctorat de l'Université de Lille

179. Chemli R, Babadjamian A, Faure R et al. (1987) Phytochemistry 26:1.785–1.788

180. Pizza C, Zhong-Liang Z, De Tommasi N (1987) J Nat Prod 50:927–931

181. De Tommasi N, Conti C, Stein ML et al. (1981) Planta Med 57:250–253

182. Baraud J (1958) Rev Gen Bot 65:221–243, zit. nach: CA (1962) 57:1278

183. Chemli R, Boukef K, Balansard G et al. (1986) Plant Méd et Phytothér 20:203–209

184. Rizk AM, Heiba HI, Ma'Ayergi HA et al. (1986) Fitoterapia 57:3

185. Chemli R, Toumi A, Balansard G et al. (1985) Third Symposium on Inflammation Markers, Lyon, June 1985

186. Mascolo N, Pizza C, De Simone F et al. (1986) Atti del 3 ° convegno nazionale della societá italiana di fitochimica, Reggio Calabria, 29.–31.10.1986

187. Paris RR, Moyse H (1971) Précis de Matière Médicale, Tome III, Masson & Cie, Paris

188. Hag, Bd. III, S. 608

189. Hoppe HA (1981) Drogenkunde, Walter de Gruyter, Berlin, S. 48

190. Font Quer P (1981) Plantas medicinales, Editorial Labor, Barcelona Madrid Bogotá Buenos Aires Caracas Lisboa Quito Rio de Janeiro Mexico Montevideo

191. Chopra RN, Nayar SL, Chopra IC (1956) Glossary of Indian Medicinal Plants, Council of Scientific & Industrial Research, New Delhi

192. Meier zu Beerentrup H (1986) Dissertation Georg-August-Universität Göttingen

193. Catizone P, Marotti M, Toderi G et al. (1986) Coltivazione delle Plante Medicinale e Aromatiche, Pàtron Editore Bologna

194. Pyrek JSt, Baranowska E (1977) Roczniki Chem 51:1.141–1.145

195. BiegankAska J (1988) Herba Polon 34:199–203

196. Erzherzog J (1903) Atlas der Heilpflanzen des Praelaten Kneipp, Faksimile-Ausgabe, Weltbild, Augsburg 1987

197. Heisig W (1991) Methodenentwicklung zur Identitätsprüfung pflanzlicher Drogen, Dissertationes Botanicae, Bd. 167, J. Cramer, Berlin Stuttgart, S. 108

198. Quackenbush FW, Miller SL (1972) J Ass Off Anal Chem 55:617–621, zit. nach: CA (1972) 77:31565

199. Volkmann A (1990) Zentbl Pharm Pharmakother Labdiag 129:868–869

200. BAz Nr. 50 v. 13.3.1986

201. Goldmann II (1974) Klin Med (Mosc) 52:142–143

202. N. N. Indian J Exp Biol (1968) 6:323

203. Manolov P, Pavlova N, Nikolov N et al. (1983) Probl Vatr Med 11:70-74

204. Uphof JCTh (1968) Dictionary of Economic Plants, 2. ed., J. Cramer, Lehre

205. Steinmetz EF (1957) Codex vegetabilis, Amsterdam

206. Heg (1987) S. 799

207. FEu (1976) S. 206

208. Index Kewensis (1997) Oxford University Press

209. Murin A (1993) Biologia (Bratislava) 48: 441-445; zit.nach BA 97:52901

210. Mamedova LA, Abasova RL, Aslanov SM et al. (1995) Khim Prir Soedin (6), 949-910; zit.nach CAN 125:53606

211. Elias R, De Méo M, Vidal-Ollivier E et al. (1990) Mutagenesis 5:327-331 [PubMed]

212. Hammouda OHE, El-Sheekh MM (1994) Arch Environ Contam Toxicol 27:406-409

213. Hammouda O, Borbély G (1995) Ecotoxicol Environ Safety 31:201-204 [PubMed]

214. El-Emam MA, Shoeb HA, Abid HA et al. (1986) J Egypt Soc Parasitol 16:115-120

215. Hassanain MA, El Askalany MA, Rashad SM (1991) Beni-Suef Vet Med Res 1:65-71

216. Rawi SM, El-Gindy H, Abd-El-Kader A (1996) Ecotoxicol Environ Safety 35:261-267 [PubMed]

217. Helaly FM, Ahmed AA, Abd El-Ghaffar MA (1999) J Controlled Release 57:1-7; zit.nach CA 130:286947[PubMed]

218. Mostafa BB, Tantawy AA (2000) J Egyptian Soc Parasitology 30:929-942 [PubMed]

219. Marzell H (1943) Wörterbuch der deutschen Pflanzennamen, S.Hirzel, Stuttgart

220. Schneider W (1974) Pflanzliche Drogen, Govi, Frankfurt am Main

221. Tabernaemontanus JTH (1731) Neu vollkommen Kräuterbuch. Nachdruck der von Bauhinus überarbeiteten Baseler Ausgabe des Offenbacher Verlegers J.L.König.

222. Novak J, Franz C (2000) Z Phytother 21:160-165

223. Lude A (1993) Jh Ges Naturkde Württ 148:111-126

224. Svanidze N, Lanovenskiy V, Sánchez A et al. (1975) Rev Cub Farm 9:97-101

225. Junghans W (2000) Z Phytother 21:158-159

226. Novak J, Zitterl-Eglseer K, Franz C (1999) Acta Hort 502:67-70

227. Zitterl-Eglseer K, Novak J, Franz C (1996) Beiträge zur Züchtungsforschung 2:372-373

228. Vidal-Ollivier E, Elias R, Crespin F et al. (1991) Pharm Acta Helv 66:318-320

229. Tamas M, Rosca M, Tarnoveanu D et al. (1997) Clujul Med 70:73-79; zit.nach CA 127:180995

230. Kacharava N, Chkhubianishvili E, Kobakhidze L et al. (2001) Bull Georgian Acad Sci 163:315-317; zit.nach AN 2001:572614

231. Giorgobiani N, Kikvidze M, Janukashvili N et al. (2000) Bull Georgian Acad Sci 163:334-336; zit.nach CAN 135:253789

232. Ming LC, Dias MC, Ventrella MC (1999) Acta Hort 502:99-103

233. Sigedar PD, Anserwadekar KW, Rodge BM (1991) South Indian Horticulture 39:308-311

234. Bomme U (1987) Bodenkultur u. Pflanzenbau Heft Nr.5/87

235. Cernaj P, Helemiková A, Sopková A (1991) Cultivation Harvesting and Processing of Medicinal Plants. Strbske Pleso June 4-7, 1991

236. Sopková A, Bubanec J, Cernaj P et al. (1993) Chem Prum 43:145-149; zit.nach CA 120:105838

237. Röbbelen G, Vogel R, Theobald D (1991) Schriftenreihe des Bundesministers für Ernährung, Landwirtschaft u. Forsten, Reihe A, Angew.Wiss (Sonderheft) 315-321; 441-446

238. Abdalla NM, El-Gengaihi S, Sadrak J (1986) Acta Agron Hungar 35:41-45

239. Apacheva LM, Melkanova EF, Belyaeva RG et al. (1991) Izv Akad Nauk SSSR Ser Biol, S.789-791; zit.nach BA 94:89356

240. Al-Badawy AA, Abdalla NM, El-Sayed AA (1991) Proc Plant Growth Regul Soc Am 18^th, 140-147; zit.nach CA 119:197699

241. Trunk S (2001) Drogenreport 14:54-56

242. Cromack HTH, Smith JM, Morton K (1997) Brighton Crop Prot Conf – Weeds (Vol.2), 845-850

243. Blaich R, Grundhöfer H (1998) Z Pflanzenkrankh Pflanzenschutz 105:114-120; zit.nach CA 129:257837

244. Ittah Y, Kanner J, Granit R (1993) J Agric Food Chem 41:899

245. Nirenberg HI (1977) Phytopathol Z 88:106-113; zit.nach BA 64:24941

246. Pieta D (1992) Acta Agrobot 44:49-53

247. Scholler M (1993) Zentralbl Mikrobiol 148:223-228

248. Morin L, Auld BA, Brown JF (1993) Canadian J Bot 71:759-965

249. Zygmunt B, Studzinski A (1989) Mater Ses Nauk Inst Ochr Rosl (Poznan) 29:269-272: zit.nach CA 116:78552

250. Bulbulshoev T, Bakhorov A (1993) Izv Akad Nauk Respublik Tadzhikistan Otdelenie Biol Nauk 0(4):42-44; zit.nach BA 100:182839

251. Spasic R (1994) Zastita Bilja 45:61-66

252. Hwang SF, Chang KT, Howard RJ et al. (1997) J Plant Diseases Protection 104:452-458

253. Seaton KA, Cook DF, Hardie DC (1997) Aust J Agric Res 48:781-787; zit nach CA 127:172578

254. Stubbe A (1994) Drogenreport 7:32

255. Mohr T, Hecht H, Eichhorn H (1996) Drogenreport 9:15-23

256. Cernaj P, Oravec V, Varga J et al. (1989) Symposium Medicine of Plant Origin in Modern Therapy, Prague July 30 – Aug 2, 1989

257. Helemiková A, Oravec V, Cernaj P (1989) Mechanizace zemedelstvi 11:526-527

258. Piccaglia R, Marotti M, Chiavari G et al. (1997) Flavour Fragrance J 12:85-90

259. Yoshikawa M, Murakami T, Kishi A et al. (2001) Chem Pharm Bull 49:863-870 [PubMed]

260. Ahmed AA, Jakupovic J, Mabry TJ (1993) J Nat Prod 56:1821-1824 [PubMed]

261. Zitterl-Eglseer K, Reznicek G, Jurenitsch J et al. (2001) Phytochem Anal 12:199-210 [PubMed]

262. Akihisa T, Yasukawa K, Oinuma H et al. (1996) Phytochemistry 43:1255-1260 [PubMed]

263. Chalchat JC, Garry RP, Michet A (1991) Flavour Fragrance J 6:189-192

264. Schneider E (1993) Dissertation Philipps-Universität Marburg/Lahn; Fachbereich Pharmazie u. Lebensmittelchemie

265. Bilia R, Salvini D, Mazzi G et al. (2001) Chromatographia 53:210-215

266. Radulescu V, Doneanu C, Loloiu T (2001) Rev Roum Chim 45:271-275

267. Marukami T, Kishi A, Yoshikawa M (2001) Chem Pharm Bull 49 :974-978 [PubMed]

268. Khodzhaeva MA, Turakhozhaev MT (1993) Khim Prir Soedin (4), 606-607

269. Schmidt M (1993) PTA heute 7:567-571

270. Lichnerova I, Masterova I (1998) Ceska Slov Farm 47:79-83; zit.nach CA 129:85944

271. Theiss P (2000) Z Phytother 21:147-148

272. Zitterl-Eglseer K, Reznicek G, Novak J et al. (2000) Z Phytother 21:154-.156

273. Tomaszkiewicz-Potepa A (2000) Technol Chem Przelomice Wiekow 417-420; zit.nach CAN 135:126899

274. Quirin KW (1997) Workshop Eval FuE-Bedarf, Arznei-Gewürzpflanzen 103-114; zit.nach CAN 130:187073

275. Mengal Ph (2001) WO 200102 28649 A1 20010426

276. Ronyai E, Simandi B, Deak A et al. (1998) Proc 5^th Meeting on Supercritical Fluids, Nice, March 23-25, p 607-612

277. Simandi B, Ronyai E, Hajdu V et al. (1998) Proc 5^th Meeting on Supercritical Fluids, Nice, March 23-25, p 601-606

278. Lemberkovics E, Kery A, Simandi B et al. (1998) Proc 5^th Meeting on Supercritical Fluids, Nice, March 23-25, p 567-572

279. Kery A, Simandi B, Ronyai B et al. (1998) Proc 5^th Meeting on Super-critical Fluids, Nice, March 23-25, p 561-565

280. Simandi B, Kery A, Lemberkovics E et al. (1999) Recents Progr Genie Procedes 13:157-164

281. Kery A, Simandi B, Oszagyan M et al. (1996) Olaj Szappan Kozmet 45 (Spec. Issue): 42-46; zit.nach CAN 126:255302

282. Illes V, Then M, Szalai O et al. (1996) Olaj Szappan Kozmet 45 (Spec.Issue): 20-25; zit.nach CAN 126:282613

283. Förg A, Parlar H, Weinreich B et al. (2001) Chem Ing Tech 73:1072-1075

284. Wagner H, Bladt S (1996) Plant Drug Analysis, A Thin Layer Chromatography Atlas, 2^nd. Ed, Springer, Berlin

285. Zitterl-Eglseer K, Sosa S, Jurenitsch J et al. (1997) J Ethnopharmacol 57:139-144 [PubMed]

286. Wichtl M (1999) Ringelblumenblüten – Calendulae flos, Kommentar Ph Eur NT 1999

287. Kowalowski P, Burczyk J, Smietana B et al. (1999) Herba Pol 45:324-333

288. Artamonova NA, Omarova MA, Artamonov AF (1988) Izv Minist Nauki-Akad Nauk Resp Kaz, Ser Khim (4):45-47; zit.nach CAN 131:71196

289. Picaglia R, Venturi G (1998) Agro-Food-Ind Hi Tech 9:27-30

290. Khachik F, Beecher GR, Whittaker NF (1986) J Agric Food Chem 34:603-616

291. Deli I, Matus Z, Szabolcs J (1992) J Agric Food Chem 40:2072-2076

292. Gerasimov AV (2001) Chem Nat Compd 36:579-583; zit.nach CAN 135:104638

293. Anasova OG, Kolpakova MV, Minnikova NI et al. (1994) Farmatsiya (Mosc) 43:30-34; zit.nach BA 99:67120

294. Minazova GI, Denisova SB, Danilov VT et al. (1997) Farmatsiya (Mosc) 46:27-28; zit.nach CA 127:181224

295. Pietta B, Gardana C, Mauri P (1992) HRC J High Resolut Chromatogr 15:136-139

296. Pietta B, Bruno A, Mauri P et al. (1992) J Chromatogr 593:165-170 [PubMed]

297. Pietta B, Facino RM, Carini M et al. (1994) J Chromatogr 661:121-126

298. Kalvatchev Z, Walder R, Garzaro D (1997) Biomed Pharmacother 51:176-180 [PubMed]

299. Akihisa T, Ogihara J, Kato J et al. (2001) Lipids 36:507-512 [PubMed]

300. Hore SK, Koley KM, Maiti SK (1997) Indian Vet J 74:844-845

301. Bezakova L, Masterova I, Pulikova I et al. (1996) Pharmazie 51:126-127 [PubMed]

302. Sekine T, Arai Y, Ikegami F et al. (1993) Chem Pharm Bull 41:1185 [PubMed]

303. Della Loggia R (2000) Z Phytother 21:149-150

304. Della Loggia R, Tubaro A, Sosa S et al. (1994) Planta Med 60:516-520 [PubMed]

305. Akihisa T, Yasukawa K, Kasahora Y et al. (1998) Phytomedicine

306. Yasukawa K, Akihisa T, Oinuma H et al. (1996) Biol Pharm Bull 19:1329-1331 [PubMed]

307. Yasukawa K, Akihisa T, Kasahara Y et al. (1998) Int Congr Ser 1157 (Towards Natural Medicine Research in the 21^st Century): 207-218

308. Ukiya M, Akihisa T, Yosukawa K et al. (2001) J Agric Food Chem 49:3187-3197 [PubMed]

309. Recio MC, Giner RM, Mánez S et al. (1995) Planta Med 61:182-185 [PubMed]

310. Rao SG, Udupa AL, Udupa SL et al. (1991) Fitoterapia 62:508-510

311. Ansari MA, Jadon NS, Singh SP et al. (1997) Indian Vet J 74:594-597

312. Perri de Carvalho PS, Tagliavini DG, Tagliavini RL (1991) Rev Cienc Biomed 12 :39-50

313. Schneider E, Hölzl J, Eckes B et al. (1991) Planta Med 57:A60

314. Wagner H, Proksch A (1985) Immunstimulatory Drugs of Fungi and Higher Plants. In: Wagner H, Hikino H, Farnsworth NR (eds.) Economic and Medicinal Plant Research Vol.I, Academic Press, London, Orlando, San Diego, New York, Toronto, Montreal, Sidney, Tokyo.

315. Moiseeva GF, Belikov VG (1992) Farmatsiya (Mosc) 41:79-84; zit.nach Biosis 93:150621

316. Amirghofran Z, Azadbakht M, Karimi MH (2000) J Ethnopharmacol 72:167-172 [PubMed]

317. Quetin-Leclerque J, Elias R, Balansard G et al. (1992) Planta Med 58:279-281 [PubMed]

318. Tilgner H, Lutomski J (1991) Drogenreport 4:5-9

319. Hodisan V, Tamas M, Mester I (1985) Clujul Med 58:378-381; zit.nach CA 105:11828

320. Firmenmitteilung Chemisches Laboratorium Dr.Kurt Richter GmbH, Berlin 1992

321. N.N. (2001) Int J Toxicol 20(Suppl 2):13-20

322. Graf U, Moraga AA, Castro R et al. (1994) Fd Chem Toxic 32:423-430

323. Ramos A, Edreira A, Vizoso A et al. (1998) Ethno-pharmacol 61:49-55

324. Hausen BM, Vieluf IK (1997) Allergiepflanzen – Pflanzenallergene 2.Aufl., ecomed, Landsberg, München

325. Wrangsjö K, Ros AM, Wahlberg JE (1990) Contact Dermatitis 2:148-154

326. Paulsen E, Andersen KE, Hausen BM (1993) Contact Dermatitis 29:6-10 [PubMed]

327. Bruynzeel DP, Van Ketel WG, Young E et al. (1992) Contact Dermatitis 27:278-279 [PubMed]

328. Daniel F (1965) J invest Derm 44:259; zit.nach 324 [PubMed]

329. Kaplan B (1994) Prof Care Mother Child 4:212-213 [PubMed]

330. Pachaly P (1991) DC-Atlas, Wiss Verl Ges Stuttgart

331. Pérez-Carreón JI, Cruz-Jiménez G, Licea-Vega JA et al. (2002) Toxicology in vitro 16:253-258 [PubMed]

332. Lievre M, Marichy J, Baux S et al. (1992) Controlled study of three ointments for the local management of 2nd and 3rd degree burns. Clin Trials Metaanalysis 28:9–12

333. Pommier P, Gomez F, Sunyach MP et al. (2004) Randomized trial of Calendula officinalis compared with trolamine for prevention of acute dermatitis during irradiation for breast cancer. J Clin Oncol 22:1447–1453 [PubMed]

Copyright

Lizenzausgabe mit freundlicher Genehmigung des Springer Medizin Verlags GmbH, Berlin, Heidelberg, New York

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Datenstand

24.01.2013