Melissa
Melissae folium (Melissenblätter)
Verfasser
Elisabeth Stahl-Biskup
Übersicht
M > Melissa > Melissa officinalis L. > Melissae folium (Melissenblätter)
Gliederung
G Melissa
D Melissa officinalis hom. HPUS 88
D Melissae aetheroleum (Melissenöl)
D Melissae folium (Melissenblätter)
Synonyme
Folia Melissae citratae; Folium Citronellae; Folium Melissae
Sonstige Bezeichnungen
dt.:Frauenkraut, Herzkraut, Zitronenkraut, Zitronenmelisse; Balm gentle, balm leaves, balmmint, honey plant, lemon balm, sweet balm; Feuille de mélisse, mélisse officinale; Foglia di melissa, melissa; Hojas de torongil.
Offizinell
Melissae folium – DAB 10; Helv VII; Mélisse – PF X; Folium Melissae – ÖAB 90
Definition der Droge
Die getrockneten Laubblätter DAB 10, PF X, ÖAB 90, Helv VII.
Stammpflanzen: Melissa officinalis L.
Herkunft: Thüringen und Sachsen-Anhalt, Bulgarien, Rumänien [42].
Gewinnung: Ernte vor der Blüte bzw. vor zu starker Verzweigung. Im ersten Standjahr sind zwei Schnitte bei Wuchshöhen ab 40 cm möglich, ab dem zweiten Standjahr drei bis vier Schnitte. Das Erntegut wird gehäckselt, Blätter und Stengel werden durch Sieb- oder Windsichtung getrennt. Zügige Trocknung bei 40 bis 45 °C, besser bei 30 bis 35 °C auf Bandtrocknern. Ein Handschnitt und das händische Abstreifen liefern reine Blattware höchster Qualität [12], [43].
Ganzdroge: Aussehen. Die Blätter sind mehr oder weniger langgestielt und haben bis etwa 8 cm lange und bis etwa 3 cm breite, breit-eiförmige Spreiten. Am Grunde sind sie abgerundet oder fast herzförmig. Die Blattspreite ist dünn, etwas zerknittert, oberseits dunkelgrün, unterseits heller grün. Der Blattrand ist unregelmäßig gekerbt oder gesägt. Die Oberseite ist schwach behaart; die Unterseite fast kahl oder nur entlang der Nerven schwach behaart und drüsig punktiert; Nervatur grob netzartig [42], [93].
Schnittdroge: Geschmack. Wie Geruch. Geruch. Aromatisch und schwach würzig, zitronenartig [93]. Aussehen.Dünne, meist gefaltete, leicht zerbrechende Blattstücke von dunkelgrüner Ober- und heller, graugrüner Unterseite. Nerven unterseits stark hervortretend, Blattrand gesägt-gekerbt [27], [42]. Lupenbild. Besonders auf der Blattoberseite hellere längere Borstenhaare, auf beiden Blattseiten, besser jedoch auf der helleren Blattunterseite, Drüsenschuppen als Punkte erkennbar [27], [42].
Mikroskopisches Bild: Die Zellwände der oberen Epidermis sind in der Aufsicht wellig. Behaarung: Kurze, einzellige Kegelhaare, sog. Eckzahnhaare, am Blattrand selten zweizellig; Gliederhaare aus zwei bis fünf Zellen mit warziger Cuticula; Drüsenköpfchen mit einer Stielzelle und meist zweizelligem Köpfchen; Drüsenköpfchen mit mehrzelligem Stiel; Lamiaceendrüsenschuppen mit acht sezernierenden Zellen. Die untere Epidermis zeigt diacytische Stomata und Haartypen wie auf der Blattoberseite. Der Blattquerschnitt weist einen bifacialen Blattbau auf [44].
Pulverdroge: Grünes Pulver mit reichlich Blattfragmenten mit Stomata und den entsprechenden Haartypen; Haare auch einzeln. Calciumoxalatdrusen fehlen [93].
Verfälschungen/Verwechslungen: Verwechslungen selten, da die Droge gewöhnlich aus Kulturen stammt. Selten Verfälschungen [14], allenfalls mit Blättern der Zitronenkatzenminze, Nepeta cataria L. var. citriodora, deren Blätter oberseits weichhaarig, unterseits filzig graugrün sind. Sie riechen intensiver nach Zitrone als Melisse und werden meist als Folia Melissae citriodorae angeboten [14]. Die für die Melisse typischen Eckzahnhaare fehlen, die Köpfchenhaare haben meist zweizellige Köpfchen, auch kommen Drüsenhaare mit einzelligem Stiel und vierzelligem Köpfchen vor [42]. Blätter von Stachys- und Ballotaarten (Stachys officinalis (L.) TREVIS, S. sylvatica L.,S. palustris L., Ballota nigra haben im Mesophyll Oxalatnadeln und zeigen eine gestreifte Cuticula auf den Epidermiszellen; keine Eckzahnhaare [14], [42].
Melissae folium, Querschnitt: d.h. kurzgestieltes Drüsenhaar, d.schu Lamiaceendrüse, k.h langgestieltes Drüsenhaar, h kurze, seltener etwas verlängerte, einfache, kegelförmige oder eckzahnförmige Haare, pal Palisaden- parenchym, schw Schwammparenchym, o.ep obere Epidermis, u.ep untere Epidermis. Aus Lit. [88]
Melissae folium, Pulver: a Eckzahnförmige Kegelhaare (abgebrochen), b Kegelhaare über einem Nerv, cEpidermisstück mit Kegelhaaren, d Drüsenschuppe (Aufsicht) e Drüsenköpfchen von der Seite, f Bruchstücke junger Borstenhaare, g Spaltöffnung (nur auf der Blattunterseite), h großes Borstenhaar. Aus Lit. [88]
Minderqualitäten: Braunschwarze Flecken auf der Droge entstehen bei der Trocknung, wenn das frische Erntegut nicht sorgfältig manipuliert wird, da es sehr druck- und quetschempfindlich ist [12]. Enthält die Droge höhere Stengelanteile (33 bis 58 %), dann ist davon auszugehen, daß die Blätter nicht vom Stengel abgetrennt wurden und in Wirklichkeit Melissae herba (Melissenkraut) vorliegt, das auch als Melissae folium et herba [12], Herba oder Summitates Melissae [43] bekannt ist. Der Ölgehalt dieser Droge wurde in etwa gleich hoch gefunden wie der der Blattdroge, weswegen vorgeschlagen wurde, die Krautdroge anstelle der Blattdroge in die Arzneibücher aufzunehmen [45].
Inhaltsstoffe: Ätherisches Öl und glykosidisch gebundene flüchtige Substanzen. Die Droge enthält 0,02 bis 0,8 % ätherisches Öl mit den Monoterpenaldehyden Citral und Citronellal als Hauptkomponenten. Citral, ein Gemisch aus Geranial (Citral a) und Neral (Citral b), bei Melisse in einem recht konstanten Verhältnis von 4:3 [15], [16], ist der Geruchsträger des Öls. Die Terpene β-Caryophyllen, Caryophyllenepoxid, Germacren D, Geraniol, Geranylacetat, Linalool und Methylcitronellat stellen weitere wichtige Verbindungen des Melissenöls dar; [15], [18]-[21] s. a. → Melissae aetheroleum. Die quantitative Zusammensetzung der Öle schwankt sehr stark; so wurde im Öl älterer Blätter sowie bei bestimmten Pflanzen deutscher Herkunft auch ein sehr hoher, teils dominierender Citronellalgehalt beobachtet [19], [20]. Die Literaturangaben über den Gehalt an ätherischem Öl in Melisse differieren stark. So hängt er sehr stark davon ab, welche Pflanzenteile geerntet werden, da Blätter mehr Öl enthalten als die Sproßachsen;[10] die Blätter der obersten Spitze enthalten deutlich mehr Öl (0,29 %) als die Blätter 2 Insertionen tiefer (0,13 %) und diese wiederum mehr als die darunter folgenden tieferen Blätter (0,10 %) [19]. Umgekehrte Beobachtungen wurden gemacht, wenn auf Trockengewicht bezogen wurde [46]. Knospen und Blüten enthalten noch weniger Öl (0,04 %) [19]. Auch nimmt der Ölgehalt im Laufe der Vegetationsperiode von 0,3 % im Januar bis 0,9 % im August zu [46]. Der Ölgehalt schwankt erheblich von Jahr zu Jahr (0,06 bis 0,30 %) [16], wofür vermutlich das Klima verantwortlich ist. Es wurde beobachtet, daß die im Ebrodelta in Spanien angebaute Melisse wesentlich mehr Öl enthält (0,17 bis 0,38 %) als die in Süddeutschland angebaute (0,06 bis 0,07 %) und auch als die im zentralen Hochland Spaniens angebaute Melisse (0,11 %) [15]. Als die Ölausbeute beeinflussende Faktoren werden weiterhin die Witterung, der Zerkleinerungs- und der Trocknungsgrad, die Lagerungsdauer, der Aufbewahrungsmodus sowie die Art der Ölgewinnungsmethode und die dabei gewählten Parameter aufgezählt [47]. Neben dem ätherischen Öl kommen flüchtige Substanzen auch glykosidisch gebunden vor. Solche Glykoside sind sowohl in der frischen Pflanze [48], [49] als auch in der getrockneten Droge [50] nachzuweisen. Im einzelnen sind dies Glykoside von Geraniol, Nerol, Citronellol, Eugenol, Phenylethylalkohol, Benzylalkohol, cis-Hexen-3-ol-1, Hexan-1-ol, Octan-3-ol, Octen-3-ol, Geraniumsäure und ihr 2,3-cis-Isomer (acide nerique). Eugenol liegt als Eugenolglucosid vor [51], die Zuckeranteile der anderen Komponenten wurden nicht zugeordnet. Gerbstoffe und Phenolcarbonsäuren. Die Gerbstoffe der Melisse gehören zur Gruppe der Lamiaceen-Gerbstoffe, Depsiden der Kaffeesäure mit verschiedenen Phenolcarbonsäuren. Der Gerbstoffgehalt wird mit 3,0 % [52], 3,6 % [53] bzw. 5 % [54] angegeben, jeweils bestimmt mit der Hautpulvermethode. Nach einer Methode der PhEur wurde der Gesamtgerbstoffgehalt mit 8,3 % bestimmt [55]. Die Gerbstofffraktion besteht vorwiegend aus Rosmarinsäure (= 2-O-Caffeoyl-3-(3,4-dihydroxyphenyl)milchsäure); [55] Als Hydrolyseprodukte der Gerbstofffraktion werden Kaffeesäure [54], [56] und Chlorogensäure [56] erhalten. Der Gehalt an Rosmarinsäure in Drogen verschiedener Herkunft wird mit 0,54 bis 1,79 % (HPLC-Methode) angegeben [55]. Neuzüchtungen enthalten bis zu 3 % [57], andere Autoren finden bis zu 4,7 % im Mittelwert [58]. Ein Patent beschreibt die Isolierung von hochreiner Rosmarinsäure aus Melissenblättern in einer Ausbeute von 55 % [59].
(E)-Rosmarinsäure
Nach Freisetzung aus ihren natürlich vorkommenden Verbindungen werden folgende Phenolcarbonsäuren gefunden: 21.000 mg/kg Kaffeesäure, 830 mg/kg p-Cumarsäure, 120 mg/kg Ferulasäure, je ca. 100 mg/kg p-Hydroxybenzoesäure, Protocatechusäure, Gentisinsäure, weiterhin nach absteigender Konzentration angeordnet noch Sinapinsäure, Syringasäure, Vanillinsäure und Salicylsäure [60]. Flavone und Flavonole. Die Droge enthält ungefähr 0,003 % Flavon- und Flavonolglykoside, im einzelnen Luteolin-7-O-glucosid (Cynarosid), Apigenin-7-O-glucosid (Cosmosiin), Rhamnocitrin (7-Methoxykämpferol) und Isoquercitrin (Quercetin-3-O-glucosid); [61] das Vorkommen von Rhamnazin (3,7-Dimethoxykämpferol) [62] wird nicht bestätigt [61]. Triterpensäuren. Der Ursolsäuregehalt wird in den Blättern mit 0,26 % angegeben [10]. Ursolsäure ist die Hauptkomponente der Triterpensäurefraktion, die außerdem Oleanolsäure enthält; zusammen machen sie 94 % der Triterpenfraktion aus; Verhältnis Ursolsäure zu Oleanolsäure 4:1. Daneben geringe Mengen von Pomolsäure, 2-β-Hydroxy- und 2-α-Hydroxyoleanolsäure, 29-Hydroxyoleanolsäure und 2-α-Hydroxyursolsäure [11]. Weitere Inhaltsstoffe. Ein bis heute nicht weiter identifizierter kristalliner Bitterstoff [53], Bernsteinsäure [53], Aesculetin [63].
Identitaet: Die Identität der Droge wird anhand des ätherischen Öls geprüft. Die Methode des DAB 10 hierfür ist die DC: Untersuchungslösung: Dichlormethanextrakt der pulverisierten Droge; Referenzsubstanzen: Citral und Guajazulen in Toluol; Sorptionsmittel: Kieselgel G; FM: Hexan-Ethylacetat (90+10), Zweifachentwicklung; Detektion: Besprühen mit Anisaldehydreagenz, anschließend auf 100 bis 105 °C erhitzen, Auswertung im Vis; Auswertung: Citral, die wertbestimmende Komponente des Öls, liegt etwa in der Mitte als grauviolette Zone. Sie besteht aus zwei deutlich getrennten Zonen, nämlich Neral (Citral b, Rf = 0,41) und Geranial (Citral a, Rf = 0,37)[20]. Vor dem Besprühen sind diese Zonen im UV 254 nm fluoreszenzmindernd [20]. Darüber liegt die rosarote Zone des Caryophyllenepoxids, die auch fehlen kann. Die grauviolette Zone des Citronellals liegt bei Rf = 0,59 [20], im oberen Drittel. Die violette Hauptzone des Chromatogramms der Untersuchungslösung (Rf = 0,86, Caryophyllen und andere Kohlenwasserstoffe) liegt nahe der Fließmittelfront, etwas oberhalb des Guajazulens der Referenzlösung (Rf = 0,86) [20]. Weitere grauviolette oder rötliche Zonen in der unteren Hälfte des Chromatogramms. DAB 10 ordnet diese dem Citronellol/Geraniol zu, die jedoch im Dichlormethanextrakt nicht enthalten sind [20]. Als Verbesserung der DC wird vorgeschlagen, für die zweite Entwicklung ein anderes Lösungsmittelverhältnis zu verwenden, nämlich Hexan-Ethylacetat (95+5) mit einer längeren Fließstrecke von 14 cm. Damit könnte Caryophyllenepoxid auch noch bei Konzentrationen unter 0,5 % nachgewiesen werden. Als Untersuchungslösung wird außerdem ein Wasserdampfdestillat der Droge empfohlen, da bei diesem eine Reihe z. T. störender Banden im DC nicht auftreten;[20] Abbildungen s. Lit. [20], [27] Als weitere Identitätsprüfungen kann die GC, am besten auf polaren stationären Phasen (Polyethylenglykole oder modifizierte Polyethylenglykole) eingesetzt werden. Auch unpolare Methylsilikone sind geeignet [28]. Dabei kann mit gepackten Säulen [19] oder auch mit Kapillaren [20], [28] gearbeitet werden. Abbildungen s. Lit. [19], [20], [28]
Reinheit: Fremde Bestandteile: Höchstens 3 % DAB 10, ÖAB 90, Helv VII; höchstens 7 % PF X; Stengelanteile höchstens 7 % Helv VII; Stengelanteile mit Durchmesser ≥ 1 mm höchstens 5 % PF X. Trocknungsverlust: Höchstens 12 % DAB 10, PF X (Pulver). Asche: Höchstens 12 % DAB 10, PF X (Pulver), ÖAB 90. Sulfatasche: Höchstens 17 % Helv VII. Säureunlösliche Asche: Höchstens 1,0 % ÖAB 90. Auf Verunreinigungen mit Blättern von Stachys- und Ballota-Arten geht nur Helv VII ein, indem es ausdrücklich darauf hinweist, daß Blätter mit Calciumoxalatnadeln im Mesophyll sowie Epidermen mit Cuticularstreifen nicht vorhanden sein dürfen.
Gehalt: Mindestens 0,05 % (V/m) ätherisches Öl PF X, ÖAB 90. DAB 10 und Helv VII verzichten auf eine Gehaltsforderung, da der Ölgehalt in Melissenblättern sehr niedrig ist und sich nur mit Schwierigkeiten reproduzierbar bestimmen läßt (Ablesegenauigkeit der Apparatur).
Gehaltsbestimmung: Ätherisches Öl. Bestimmung des Gehalts an ätherischem Öl durch volumetrische Messung der flüchtigen Anteile in einer Rundlaufwasserdestillationsapparatur nach PhEur. Einwaage 40 g bzw. 50 g Droge, Destillationsdauer 2 h, Vorlage Xylol PF X oder Decalin (Decahydronaphthalin) ÖAB 90. Bestimmung des Citral-, des Citronellal- und des Gesamtaldehydgehalts. Halbquantitative Gehaltsbestimmung von Citral und Citronellal durch DC nach Lit. [25] : Referenzsubstanzen: Unterschiedliche Volumina einer Lösung von Citral und Citronellal inn -Pentan; Sorptionsmittel: Kieselgel; FM: n-Hexan-Ethylacetat (93+7); Detektion: Besprühen mit Anisaldehydreagenz und Erhitzen auf 110 °C; Auswertung: Unterscheidung von guten und minderwertigen Drogen durch Vergleich der Citral- und der Citronellalzone der Untersuchungslösung mit denen der Referenzlösungen. Der Citralgehalt im Wasserdampfdestillat wird mit 4-Aminopyrazolon bestimmt, das mit Citral zu einer Schiffschen Base kondensiert; Meßwellenlänge 380 nm, A1 cm1 % = 1291 ±14 (P = 0,05, N = 12) [25]. Die Autoren fordern einen Mindestgehalt von 0,04 % Citral. Der Gesamtaldehydgehalt wird mit Girard-Reagenz-T bestimmt, wobei sich Girard-Hydrazon-Pikrate von Citral und von Citronellal bilden. Meßwellenlänge 355 nm, A1 cm1 % für Citral = 861 ±12 (P = 0,05, N = 12). Berechnung der Gesamtaldehyde als Citral. Als weiteres Qualitätsmerkmal kann auch das Verhältnis des Gesamtaldehydgehalts zum Citralgehalt in der Droge herangezogen werden. Als obere Grenze wird dafür 1,5 empfohlen [25]. Für die quantitative Bestimmung von Geraniol (Rf 0,62), Citral (0,75), Linalool (0,84) und Citronellal (0,95) in Melissenextrakten wird auch eine densitometrische Methode beschrieben. Relative Standardabweichung 2,3 bis 3,6 %, Wiederfindungsrate 93,3 bis 100 %. Gemessen wird bei 254 nm, die DC erfolgt auf Kieselgel mit Benzol-Methanol (95+5) [68]. Bestimmung des Rosmarinsäuregehalts. Die Bestimmung des Gehalts an Rosmarinsäure kann als TMS-Derivat gaschromatographisch nach Extraktion mit Methanol und anschließender Reinigung mittels SC auf Polyamid erfolgen [69]. GC-Bedingungen: 34m-Glaskapillare mit SE 52 als stationärer Phase. Man erhält getrennte Peaks für die natürliche (E)-Rosmarinsäure und die während der Aufarbeitung bei Licht daraus entstandene (Z)-Form. Standardabweichung der quantitativen Bedingung ±2,5 %, Nachweisgrenze 5 ppm. Der Gehalt einer untersuchten Probe wird mit 0,99 %, bezogen auf das Trockengewicht, angegeben [69]. In der Probenvorbereitung wesentlich einfacher ist eine HPLC-Bestimmung [55]. Dabei werden methanolische Extrakte direkt chromatographiert: Säule: RP-18, 250 mm; Fließmittelsystem: Methanol-Wasser-85%ige Phosphorsäure (50+59,7+0,3) isokratisch; Interner Standard: Zimtaldehyd; Detektion: UV 320 nm. Der Gehalt einer Melissendroge wird mit 1,79 % ermittelt [55].
Wirkungen: Antivirale Wirkung. 1,2 bis 9,6 mg eines lyophilisierten, wäßrigen Melissenextrakts (Drogenkonzentration bei der Extraktion 1:10) zeigten dosisabhängig bei Injektion in die Allantois von 9 bis 11 Tage alten befruchteten Hühnereiern antivirale Effekte gegenüber Newcastle-Virus (Stamm 11 914, Ei), Herpes-simplex-Virus (HF, Mäusehirn), Vaccinia-Virus (WR, Mäusehirn) und Semliki-Forest-Virus (Mäusehirn), dargestellt als Überlebensrate der Embryonen im Vergleich zu einem Blindversuch ohne Melissenapplikation [71]. Der Melissenextrakt wirkte im gleichen System nicht gegen ATCC Ei-adaptierte Stämme von Influenza-A-(PR 8) und B-(Great Lakes)-Viren [71]. Überlebensrate bei Newcastle-Virus: 10 von 12, 12 von 12 und 8 von 8 bei Applikation des Virus (Virusdosierung: 10faches einer LD50) 3 h nach Melissenapplikation. Überlebensrate bei Herpes-simplex-Virus: 6 von 10, 8 von 10, und 4 von 5 bei Applikation des Virus (Virusdosierung: 30faches einer LD50) 3 h nach Melissenapplikation. Überlebensrate bei Vaccinia-Virus: 6 von 9 bei Applikation des Virus (Virusdosierung: 10faches einer LD50) 2 h nach Melissenapplikation. Überlebensrate bei Semliki-Forest-Virus: 5 von 10, 6 von 10 und 6 von 10 bei Applikation des Virus (Virusdosierung: 10faches einer LD50) 2 h nach Melissenapplikation [71]. Die antivirale Wirkung war außer von der Melissendosierung auch von der Dosierung des Virus (10- bis 1000faches einer LD50 pro Injektion) sowie vom Applikationszeitpunkt abhängig. Eine viruzide Wirkung auf die vier oben genannten Viren wurde nicht gefunden, ebenso keine Wirkung auf Newcastle-Virus und Vaccinia-Virus in Flüssigkulturen von Affennierenzellen [71]. Gute Wirkung zeigte der Melissenextrakt, wenn er 2 bis 3 h vor der Virusinfektion injiziert wurde. Beim Newcastle-Virus war eine Wirkung auch erkennbar, wenn die Melissenapplikation 3 bis 4 Tage vor der Virusinfektion erfolgte (Überlebensrate der Embryonen 9 von 10 bzw. 5 von 7), bei Vaccinia auch, wenn die Substanz 2 h nach der Virusinjektion appliziert wurde (Überlebensrate 7 von 9). Der Melissenextrakt hemmte dosisabhängig auch die Vermehrung der Viren in der in der Allantois befindlichen Flüssigkeit, festgestellt in einem Hämagglutinations-Hemmtest mit Erythrocyten (Extraktdosierung: 0,6 bis 9,6 mg Extrakt) [72]. In mit jeweils 1 mL Suspension der oben erwähnten Virusstämme infizierten Monolayerkulturen von Hühnerembryofibroblasten hemmten 0,02 mL eines wäßrigen Melissenextrakts (Drogenkonzentration 1:10), auf Papierscheiben aufgebracht, die Plaquebildung. Der Durchmesser der plaquefreien Höfe (Hemmhöfe) wurde zur Quantifizierung der Wirkung herangezogen [71]. Im o. a. Modell der Infektion befruchteter Hühnereier setzte eine Gelatineinjektion vor oder nach der Melissenapplikation die antivirale Wirkung von Melissenextrakt herab, was als Hinweis auf die Gerbstoffnatur der Wirksubstanzen gedeutet wurde [71], [72]. In der Tat zeigte sich die Gerbstofffraktion von Melisse im Hämagglutinations-Hemmtest gegenüber Newcastle-Virus und Mumps-Virus wirksam; MHK-Wert 1:64 für Melisse als wäßriger Extrakt (1:10), ebenfalls 1:64 für die Gerbstofffraktion, gewonnen aus Melisse mit Hilfe von Gelatine oder Bleifällung [73]. Wäßrige Melissenextrakte blockierten die Hämadsorption durch Parainfluenza-Viren 1, 2 und 3[73]. Antivirale Wirkung gegenüber Herpes-simplex- und Vaccinia-Virus zeigten im oben beschriebenen Test an Monolayerzellkulturen gerbstofffreie Phenolfraktionen der Melissenzubereitungen. Daraus wurde geschlossen, daß nicht-gerbstoffartige Polyphenole für die Wirkung verantwortlich seien, und zwar solche ähnlich der Kaffeesäure [74]. Untersuchungen zur Struktur der antiviralen Stoffe aus Melisse ergaben, daß es sich um Substanzen mit einem relativen Molekulargewicht von 200 bis 1800 handelt und daß die antivirale Wirkung von einer glykosidischen Struktur abhängt [75]. Im gleichen Hemmhoftest (s. o.) wurde von anderen Autoren [76] die antivirale Wirkung eines wäßrigen Melissenextrakts (1:10) gegenüber Herpes-simplex-Virus (Hominis HVP 75, Typ 2) und Vaccinia (Typ 1) bestätigt. In diesem Test wurden auch Influenza-(A2 Mannheim 57), nicht aber Polio-Viren gehemmt. Im Zusammenhang mit der antiviralen Wirkung von Melisse standen auch Untersuchungen zur Wirkung von Melissenextrakten und daraus gewonnener Fraktionen auf die Proteinbiosynthese. Als Meßgröße diente der [14C]Leucin-Einbau. Durch den [3H]Puromycin-Einbau wurde die Aktivität der Peptidyltransferase gemessen [77],[78]. 0,02 bis 0,10 mL eines wäßrigen Melissenextrakts (= 0,8 bis 4 mg Droge) hemmten dosisabhängig den Einbau von [14C]Leucin in Proteine in einem zellfreien System aus Rattenleber um 83,0 bis 100 % gegenüber einem Ansatz ohne Melissenextrakt. Die Gerbstofffraktion hemmte dosisabhängig um 1,6 bis 34,8 %. Eine gerbstofffreie Fraktion von Melisse (= 0,8 mg bis 4 mg Droge) hemmte den [14C]Leucin-Einbau um 52,2 bis 81,9 % ähnlich gut wie der wäßrige Melissenextrakt. Ferner hemmten diese Fraktionen den [3H]Puromycineinbau um 32,6 bis 43,0 %[77]. Weitere Versuche mit Melissengesamtextrakten, einer Glykosidfraktion und einer daraus isolierten inhibierenden Substanzfraktion gab Aufschluß über den Hemmechanismus, der auf einer Blockade der Bindungsreaktion des Elongationsfaktors EF-2 mit Ribosomen beruhen soll [78]. Spasmolytische Wirkung. 2,5 mL und 10,0 mL eines ethanolischen Melissenextrakts (1:3,5; Ethanolgehalt 30 %) zeigten unter Berücksichtigung der Wirkung des gleichen Volumens 30%igen Ethanols keine antispasmodischen Effekte, gemessen als Erhöhung der ED50 von Acetylcholin am isolierten Meerschweinchenileum. Wurde Histamin zur Kontraktion des Meerschweinchenileums verwendet, erhöhte sich bei Zugabe von 2,5 mL und 10,0 mL des Extrakts die ED50 von Histamin nicht signifikant (Ethanolwirkung berücksichtigt). Die maximal mögliche Kontraktion des Meerschweinchenileums mit Acetylcholin und Histamin erniedrigte sich nur bei Zugabe von 10 mL Extrakt signifikant (p < 0,001 bzw. p < 0,05) [79]. Antihormonale Wirkung. Der gefriergetrocknete Kaltwasserextrakt (20 °C) von Melissenblättern (1:10) in 0,9%iger NaCl-Lösung senkte den TSH-Serumspiegel. Bei i. v. Gabe von 2,5 mg/100 g KG an normal-iodernährte weibliche Wistarratten wurde nach 3 h ein signifikant erniedrigter TSH-Serumspiegel von 60 ng/mL gegenüber 154 ng/mL bei Applikation einer reinen 0,9%igen NaCl-Lösung (1 mL/100 g KG) gemessen. Der TSH-Gehalt der Hypophyse war gleichzeitig singifikant niedriger, 200 μg/Anhangdrüse gegenüber der Kontrolle mit 690 μg/Anhangdrüse. Die Konzentrationen der Schilddrüsenhormone T3 und T4 blieben unverändert [80]. Bei weiblichen Wistarratten mit Iodmangelkröpfen zeigten 5 mg/100 g KG eines gefriergetrockneten Kaltwasserextrakts (20 °C) von Melissenblättern (1:10) 3 h nach Applikation keine erniedrigte TSH-Serumspiegel gegenüber dem Serumspiegel der Kontrolltiere, die mit 1 mL 0,9%iger NaCl-Lösung behandelt worden waren; ebenso blieb der TSH-Gehalt der Hypophyse unbeeinflußt [80]. In bezug auf den Prolaktinspiegel von Ratten wurden dosisabhängig unterschiedliche Effekte beobachtet. 2,5 mg/100 g KG hoben den Prolaktinserumspiegel an: 36 ±10 ng/mL Serum gegenüber 23 ±10 ng/mL der Kontrolle, beobachtet 3 h nach Applikation (nicht signifikant). Demgegenüber hatten 40 mg/100 g KG desselben Extrakts einen signifikant geringeren Prolaktinspiegel zur Folge, nämlich 12 ±3 ng/mL gegenüber 36 ±8 ng/mL der Kontrolle. Allerdings wurde dies nur bei einer Droge des Erntejahres 1950 beobachtet, während bei einer Droge aus dem Jahr 1974 die Erniedrigung nicht signifikant war [80]. Als Interpretation der Ergebnisse werden dem Pflanzenextrakt zwei voneinander unabhängige Wirkungen zugeschrieben; zum einen ein hormonblockierender Effekt während seiner Zirkulation im Blut und zum zweiten eine schilddrüsenhormonähnliche Wirkung an der Hypophyse [80].Untersuchungen zur Klärung des Hemmechanismus zeigten, daß der Melissenextrakt ein Addukt mit bTSH bildet und damit das Hormon an der Bindung zum Rezeptor hindert; damit erklärt sich auch die Fähigkeit des Extrakts, die Aktivierung der Adenylatcyclase, ausgelöst durch bTSH, zu hemmen [81]. Solche Schlußfolgerungen wurden aus der Tatsache gezogen, daß 5 bis 1000 μg/mL gefriergetrockneter Melissenextrakt (1:10) die Bindung von [125I]TSH an die thyreoidale Plasmamembran (TPM) hemmt; Inkubation bei 4 °C. Die halbmaximale Hemmung erfolgte bei ca. 25 μg/mL. Wurde ohne TSH inkubiert, dann ausgewaschen und mit [125I]TSH versetzt, so ließ sich keine Hemmung feststellen. Bei 35 °C Inkubationstemperatur wurde die 5fache Dosis des Pflanzenextrakts benötigt, um denselben Effekt zu erhalten. Eine Dosis von 10 bis 50 μg des Extrakts sind nötig, um die Bindung an Rattenhodenmembranen halbmaximal zu hemmen [81]. Eine Hemmung der Bindung von [125I]Insulin an Rattenlebermembranen durch Melissenextrakte wird nicht beobachtet [81]. Die antihormonale Wirkung von Melissenextrakt im Zusammenhang mit einem Hyperthyroidismus, wie er mit der Graves-Krankheit einhergeht, wurde in vitro bestätigt. 50 μg/mL gefriergetrockneter wäßriger Melissenextrakt (1:10) hemmte die Zunahme der cAMP-Konzentration, ausgelöst durch Einwirkung von Graves-spezifischem IgH (2 mg/mL) auf eine Fraktion menschlicher Schilddrüsenpartikel. Die Gesamt-cAMP-Konzentration betrug dann nach 30 min Inkubation im Mittel ca. 3 nmol/mg Protein bei Verabreichung von Melissenextrakt gegenüber 8,2 nmol/mg Protein der Kontrolle (Puffer). Keinen Einfluß hatte der Melissenextrakt auf die Grundkonzentration von cAMP (ca. 2 nmol/mL) [82]. Es wird davon ausgegangen, daß die aktiven Substanzen des Melissenextrakts (möglicherweise Rosmarinsäure und andere phenolische Komponenten) am Proteinteil von TSH angreifen, wahrscheinlich mit einer kovalenten Bindung, und dabei hochmolekulare Addukte bilden, die dann nur noch eingeschränkt bzw. nicht mehr an den antithyreoidalen TSH-Rezeptor binden können und letztlich den Effekt über eine Hemmung der cAMP-Bildung erreichen [81]-[84]. Antioxidative Wirkung. Ein ethanolischer Melissenextrakt (0,25 g/100 mL Ethanol 50 %) wirkte in vitro antioxidativ. Die ED50 betrug 20 μg/mL Versuchsansatz. Die Wirkung wird im wesentlichen auf Rosmarinsäure (ED50 2,7 μg/mL) und andere Hydroxyzimtsäurederivate zurückgeführt. Als Meßparameter diente die photometrische Bestimmung der Umwandlung des freien Radikals 1,1-Diphenyl-2-pikrylhydrazyl (DPPH) [85]. Der Gehalt an Rosmarinsäure der getesteten Droge betrug 4,7 %, der Gesamtgehalt an Hydroxyzimtsäurederivaten 6,8 % [58]. Choleretische Wirkung. Die i. v. Gabe eines nicht näher beschriebenen, etwa 5 g Droge entsprechenden Decocts aus frischen Blättern an einen Hund mit Choledochusfistel erhöht gegenüber Kontrollen (unbehandelt) das innerhalb 30 min produzierte Volumen an Gallenflüssigkeit um das 3fache [86].
Anwendungsgebiete
Nervös bedingte Einschlafstörungen, funktionelle Magen-Darm-Beschwerden [87].
Geschnittene Droge, Drogenpulver, Flüssigextrakt oder Trockenextrakt für Aufgüsse und andere galenische Zubereitungen. Zerkleinerte Droge sowie deren Zubereitungen zum Einnehmen [87]. Dosierung: Innerlich: 1,5 bis 4,5 g Droge auf eine Tasse Wasser als Aufguß mehrmals täglich nach Bedarf [87]. Mit heißem Wasser übergießen und nach ca. 10 min durch ein Teesieb geben [70].
Unerwünschte Wirkungen
Keine bekannt [87].
Gegenanzeigen/
Anwendungsbeschränkungen
Keine bekannt [87].
Wechselwirkungen
Keine bekannt [87].
Das Kraut oder die aus den Blättern hergestellten Zubereitungen bei Nervenleiden und Unterleibsleiden auf nervöser Basis, bei nervösen Magenleiden und Magenkrämpfen, gegen Hysterie, Melancholie, bei chronischen Bronchialkatarrhen, nervösem Herzklopfen, nervösem Erbrechen, Nervenschwäche, Migräne sowie nervösen Zahn-, Ohren- und Kopfleiden. Ferner zur Steigerung der Gallensekretion [88]. In der traditionellen Medizin Nordostitaliens in Kombination mit anderen Drogen äußerlich bei Rheuma und Nervenschmerzen [89]. In Umbrien als Umschläge bei steifem Nacken [90]. Abkochungen der blühenden Spitzen bei hohem Blutdruck und zur Normalisierung mutmaßlicher Stoffwechseldysregulationen („Blutreinigung“) [91]. Die Wirksamkeit bei den genannten Anwendungsgebieten ist nicht belegt.
Sensibilisierung: Immuntoxizität. Das Sensibilisierungspotential eines Melissenextrakts (angereicherte Phenolcarbonsäuremischung aus Melissa officinalis) wird als äußerst schwach eingestuft. Die mittlere Reaktionsstärke (mR), berechnet aus dem Quotienten der Summe der Reaktionen und der Zahl der behandelten Tiere (weibliche Albino-Meerschweinchen) betrug bei Melissenextrakt (1 %) max. 0,20 nach 72 h. Ein 3%iger Melissenextrakt zeigte eine mR von max. 0,50 nach 48 h. Tromantadin-HCl, ein Virostatikum mit höherem Sensibilisierungspotential, zeigte mR-Werte von 1,10 bis 1,3 [92].
1. Cantino PD, Sanders RW (1986) Syst Bot 11:163–185
2. Cantino PD, Harley RM, Wagstaff SJ (1992) Genera of Labiatae: Status and Classification. In: Harley RM, Reynolds T (Hrsg.) Advances in Labiatae Science, Royal Botanic Gardens, Kew, S. 511–522
3. FEu, Bd. 3, S. 162–163
4. Heg (1975) Bd. V, Teil 4, S. 2.302–2.306
5. Litvinenko VI, Popova TP, Simonjan AV, Zoz IG, Sokolov VS (1975) Planta Med 27:372–380 [PubMed]
6. Bos R, Kutter L, Friedrich H (1987) In: Abstracts of 18th Int Symp on Essential Oils, 24.–26.09.1987, Leiden, S. 26
7. Dombrowicz E, Boleslaw B (1973) Farm Pol 29:163–168
8. French D, Youngquist RW, Lee A (1959) Arch Biochem Biophys 85:471–477 [PubMed]
9. Marin PD, Sajdl V, Kapor S, Tatic B, Petkovic B (1991) Phytochemistry 30:2.979–2.982
10. Brieskorn CH, Briner M, Schlumprecht L, Eberhardt KH (1952) Arch Pharm 285:290–296
11. Brieskorn CH, Krause W (1974) Arch Pharm 307:603–612
12. Dachler M, Pelzmann H (1989) Heil- und Gewürzpflanzen, Österreichischer Agrarverlag, Wien, S. 235
13. GHo, Bd. VII, S. 151–156
14. Schier W (1981) Dtsch Apoth Ztg 121:323–329
15. Tittel G, Wagner H, Bos R (1982) Planta Med 46:91–98 [PubMed]
16. Mulkens A, Kapetanidis I (1988) Pharm Acta Helv 63:266–270
17. Masakova NS, Tserevatny BS, Trofimenko SL, Remmer GS (1979) Planta Med 36:274
18. Enjalbert F, Bessiere JM, Pellecuer J, Privat G, Doucet G (1983) Fitoterapia 54:59–65
19. Hefendehl FW (1970) Arch Pharm 303:345–357
20. Schultze W, Zänglein A, Klose R, Kubeczka KH (1989) Dtsch Apoth Ztg 129:155–163
21. Pellecuer J, Enjalbert F, Bessiere JM, Privat G (1981) Plant Méd Phytothér 15:149–153
22. Hose S, Zänglein A, van den Berg T, Schultze W, Kubeczka KH (1991) In: Abstract 22nd Int Symp on Essential Oils, St. Vincent
23. Schultze W, Klose R, Zänglein A, Kubeczka KH (1989) Planta Med 55:219–220
24. Wunderlich R (1967) Oesterr Bot Z 114:384–483
25. Kloeti F, Christen P, Kapetanidis I (1985) Fresenius' Z Anal Chem 321:352–354
26. Wagner H, Bladt S, Zgainski EM (1983) Drogenanalyse, Springer-Verlag, Berlin Heidelberg New York, S. 40
27. Rohdewald P, Rücker G, Glombitza KW (1986) Apothekengerechte Prüfvorschriften, Deutscher Apotheker Verlag, Stuttgart, S. 879
28. Nykänen I (1984) In: Adda J (Hrsg.) Progress in Flavour Research, Elsevier Science Publishers B. V., Amsterdam, S. 329
29. Bruhn W (1974) Dragoco Rep 115–121
30. Kovar KA, Friess D (1980) Arch Pharm 313:416–428
31. Ross MSF (1978) J Chromatogr 160:199–204
32. Möse JR, Lukas G (1957) Arzneim Forsch 7:687–692 [PubMed]
33. Knobloch K, Pauli A, Iberl B, Weis N, Weigand H (1988) In: Schreier P (Hrsg.) Bioflavour 87, Walter de Gruyter & Co, Berlin New York, S. 287
34. Dikshit A, Husain A (1984) Fitoterapia 55:171–176
35. Mansour F, Ravid U, Putievsky E (1986) Phytoparasitica 14:137–142
36. Wagner H, Sprinkmeyer L (1973) Dtsch Apoth Ztg 113:1.159–1.166
37. Ammon HPT (1989) Therapiewoche 39:117–127
38. Reiter M, Brandt W (1985) Arzneim Forsch 35:408–414 [PubMed]
39. Brandt W (1988) Z Phytother 9:33–39
40. Mar 28, S. 678
41. Mar 26, S. 1.244
42. Wichtl M (Hrsg.) (1991) Teedrogen, Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft, Stuttgart, S. 339
43. Heeger EF (1956) Handbuch des Arznei- und Gewürzpflanzenbaues, Deutscher Bauernverlag, Berlin, S. 505
44. Deutschmann F, Hohmann B, Sprecher E, Stahl E (1992) Pharmazeutische Biologie, Drogenanalyse I: Morphologie und Anatomie, 3. Aufl., Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, Bd. 3, S. 280
45. Blazek Z, Suchar A (1956) Pharmazie 11:671–677 [PubMed]
46. Basker D, Putievsky E (1978) J Hort Sci 53:179–183
47. Koch-Heitzmann I, Schultze W (1984) Dtsch Apoth Ztg 124:2.137–2.145
48. Van den Dries JMA, Baerheim Svendsen A (1989) Flavour Fragrance J 4:59–61
49. Baerheim Svendsen A, Merkx JJM (1989) Planta Med 55:38–40 [PubMed]
50. Mulkens A, Stephanou E, Kapetanidis I (1985) Pharm Acta Helv 60:9–10
51. Mulkens A, Kapetanidis I (1988) J Nat Prod 51:496–498 [PubMed]
52. Vollmer H (1934) Arch Exp Pathol Pharmakol 176:207–213
53. Schenk G, Brieskorn CH (1944) Arch Pharm 282:1–9
54. Herrmann K (1954) Arch Pharm 287:142–147
55. Gracza L, Ruff P (1984) Arch Pharm 317:339–345
56. Herrmann K (1956) Pharmazie 11:433–448 [PubMed]
57. Kallmann S, Hänsel R (1985) Acta Agronomica Hung Acad Scient Hung 34 Suppl, Budapest, S. 58
58. Lamaison JL, Petitjean-Freytet C, Carnat A (1991) Pharm Acta Helv 66:185–188 [PubMed]
59. Napp W, Guenther BR, Losch R, Christ B (1982) Patent Ger. DE 3, 234, 312 123Cl. (07C69/732), 24 Nov 83, Appl 16 Sept 1982
60. Schulz JM, Herrmann K (1980) Z Lebensm Unters Forsch 171:193–199
61. Mulkens A, Kapetanidis I (1987) Pharm Acta Helv 62:19–22 [PubMed]
62. Thieme H, Kitze C (1973) Pharmazie 28:69–70
63. Herrmann K (1959) Arch Pharm 292:325–329 [PubMed]
64. ds. Hdb., 5. Aufl., Bd. 1, S. 665
65. Mabberley DJ (1990) The Plant Book, Cambridge University Press, Cambridge New York Port Chester Melbourne Sydney
66. BAz Nr. 172a vom 14.09.1988
67. BAz Nr. 199a vom 20.10.1989
68. Źivivanović LJ, Jovanović M, Mutavdžič M, Djurič Z, Agatonović S (1990) Fitoterapia 61:82–83
69. Reschke A (1983) Z Lebensm Unters Forsch 176:116–119
70. Standardzulassungen für Fertigarzneimittel (1991) Deutscher Apotheker Verlag, Stuttgart, Govi Verlag GmbH, Frankfurt/Main
71. Cohen RA, Kucera LS, Herrmann EC jr (1964) Proc Soc Exp Biol Med 117:431–434 [PubMed]
72. Kucera LS, Cohen RA, Herrmann EC jr (1965) Ann NY Acad Sci 130:474–482 [PubMed]
73. Kucera LS, Herrmann EC jr (1967) Proc Soc Exp Biol Med 124:865–869 [PubMed]
74. Herrmann EC jr, Kucera LS (1967) Proc Soc Exp Biol Med 124:869–874 [PubMed]
75. Zumpe P (1979) Isolierung antiviraler Stoffe aus Melissa officinalis, Dissertation Frankfurt
76. May G, Willuhn G (1978) Arzneim Forsch 28:1–7 [PubMed]
77. Chlabicz J, Rózański A, Galasiński W (1984) Pharmazie 39:770 [PubMed]
78. Chlabicz J, Galasiński W (1986) J Pharm Pharmacol 38:791–794 [PubMed]
79. Forster HB, Niklas H, Lutz S (1980) Planta Med 40:309–319 [PubMed]
80. Sourgens H, Winterhoff H, Gumbinger HG, Kemper FH (1982) Planta Med 45:78–86 [PubMed]
81. Auf'mkolk M, Ingbar JC, Amir SM, Winterhoff H, Sourgens H, Hesch RD, Ingbar SH (1984) Endocrinology 115:527–534 [PubMed]
82. Auf'mkolk M, Ingbar JC, Kubota K, Amir SM, Ingbar SH (1985) Endocrinology 116:1.687–1.693 [PubMed]
83. Auf'mkolk M, Köhrle J, Gumbinger H, Winterhoff H, Hesch RD (1984) Horm Metabol Res 16:188–192 [PubMed]
84. Gumbinger HG, Winterhoff H (1987) Z Phytother 8:172–174
85. Lamaison JL, Petitjean-Freytet C, Carnat AP, Carnat A (1988) Plant Méd Phytothér 22:231–237
86. Chabrol E, Charonnat R, Maximin M, Busson A (1932) C R Soc Biol 109:275–278
87. BAz Nr. 228 vom 05.12.1984
88. Hag, Bd. V, S. 759–761
89. Cappelletti EM, Trevisan R, Caniato R (1982) J Ethnopharmacol 6:161–190 [PubMed]
90. Leporatti ML, Pisocco E, Pavesi A (1985) J Ethnopharmacol 14:65–68 [PubMed]
91. Tammaro F, Xepapadakis G (1986) J Ethnopharmacol 16:167–174 [PubMed]
92. Hausen BM, Schulze R (1986) Dermatosen 34:163–170
93. DAB 10
Copyright
Lizenzausgabe mit freundlicher Genehmigung des Springer Medizin Verlags GmbH, Berlin, Heidelberg, New York
Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft Stuttgart, Birkenwaldstraße 44, 70191 Stuttgart
Datenstand
24.01.2013