Embedded Files
Olivae oleum (Olivenöl)
Olivae oleum (Olivenöl)
Verfasser
Verfasser
Eberhard Scholz
Übersicht
Übersicht
O > Olea > Olea europaea L. > Olivae oleum (Olivenöl)
Gliederung
Gliederung
G Olea
D Olea europaea, flos hom. HPUS 88
D Oleae folium (Olivenblätter)
Synonyme
Synonyme
Oleum Olivae; Oleum Olivarum
Sonstige Bezeichnungen
Sonstige Bezeichnungen
dt.:Olivenöl; Olive oil; Huile d'olive; Olio di oliva; Aceite de oliva; port.:Oleo de oliva, oleo de azeitona.
Offizinell
Offizinell
Olivae oleum virginale (Natives Olivenöl) – PhEur 5; Olivae oleum raffinatum (Raffiniertes Olivenöl) – PhEur 5); Olivae oleum – PhEur 5; ÖAB 90; Helv VII; Olive Oil – USP XXII; BPC 79; Mar 29
Definition der Droge
Definition der Droge
Das aus den reifen Steinfrüchten durch Kaltpressung gewonnene, fette Öl PhEur 5, ÖAB 90, Helv VII.
Stammpflanzen: Olea europaea L.
Herkunft: Olea europaea wird heute in allen Zonen mit Winterfeuchte und trockenen, heißen Sommern kultiviert. Hauptanbaugebiet ist der Mittelmeerraum, aus dem etwa 90 % der Weltproduktion an Olivenöl stammen [17].
Gewinnung: Olivenöl wird durch Kaltpressung der reifen Steinfrüchte gewonnen [92], [130], [131]. Die deutschsprachigen Arzneibücher lassen auch andere geeignete mechanische Verfahren zur Ölgewinnung zu. Um die Ausbeute zu erhöhen, werden die Olivenfrüchte vor der Pressung, häufig mitsamt den Kernen, zerkleinert und bei Temperaturen bis max. 40 °C gepreßt [66].
Handelssorten: Nach dem Codex Alimentarius [67] werden die Sorten Virgin olive oil (Natives Olivenöl, früher als Jungfernöl bezeichnet), Refined olive oil (Raffiniertes Olivenöl) und Refined olive-residue oil (Öl aus Preßrückständen) unterschieden. Die Sorte „Virgin“ wird nochmals in die Typen „Extra“ mit einem Gehalt von max. 1 % freien Fettsäuren, „Fine“ mit max. 1,5 % freien Fettsäuren und „Semifine“ oder „Ordinary“ mit max. 3 % (Toleranz 10 %) freien Fettsäuren unterteilt [67]. Für das DAB 10 (Eur) wird die Sorte „Extra virgin olive oil“ gefordert [66].
Ganzdroge: Geschmack. Charakteristisch. Geruch. Charakteristisch. Aussehen. Klare, gelbe bis grünlichgelbe, durchscheinende Flüssigkeit. Mischbar mit Chloroform, Ether und Petrolether, praktisch unlöslich in Ethanol. Beim Abkühlen trübt sich die Substanz bei 10 °C und wird ab etwa 0 °C zu einer weichen Masse [92].
Verfälschungen/Verwechslungen: Die Verfälschung von Olivenöl mit Baumwollsamenöl, Erdnußöl, Teesamenöl von Camellia sasanqua THUNB. ex MURR. und anderen Camellia-Arten und mit Sesamöl ist möglich [132] und wird von den Arzneibüchern überprüft. Manchmal wird Olivenöl durch Raffination von Ölen hergestellt, die mittels Lösungsmittelextraktion gewonnen wurden [132]. Ein als Olivenöl verkauftes und mit Anilin verunreinigtes Gemisch verschiedener Pflanzenöle verursachte 1981 in Spanien das epidemieähnliche „Toxic Oil Syndrome“; [68] s. a. → Toxikologische Eigenschaften.
Inhaltsstoffe: Olivenöl enthält je nach Herkunft und Gewinnung 95 bis 99 % Acylglycerole, 0,5 bis 1,5 % unverseifbare Anteile und 0,1 bis 3 % freie Fettsäuren [69], [70]. Die Acylglycerolfraktion setzt sich aus 0,2 % Mono-, 5 bis 6 % Di- und 94 bis 95 % Triacylglycerolen zusammen [70]. Die Zusammensetzung der nach Verseifung erhältlichen Fettsäurefraktion des Olivenöls variiert je nach Herkunft und Reifegrad der Oliven innerhalb der folgenden Grenzen: [70], [89] Ölsäure 56 bis 83 %, Palmitinsäure 7,5 bis 20 %, Linolsäure 3,5 bis 20 %, Stearinsäure 0,5 bis 3,5 %, Plamitoleinsäure 0,3 bis 3,5 %, Linolensäure 0,6 bis 1 %, Arachinsäure 0,1 bis 0,3 %, Myristinsäure <0,1 %. Darüber hinaus kommen im Olivenöl 0,05 bis 1 % phenolische Verbindungen [74], [75], [76], 0,125 bis 0,75 % Kohlenwasserstoffe, 0,125 bis 0,25 % Sterole [70], [71], etwa 500 ppm Triterpenalkohole [70], [71]und Hydroxytriterpensäuren [72], 175 bis 200 ppm Tocopherole [70], 40 bis 135 ppm Phospholipide [71], 3 bis 13 ppm Carotinoide [73], 1 bis 10 ppm Chlorophyll [72], [73] und 0,2 bis 20 ppm Phaeophytine [73] vor. Die Phenolfraktion setzt sich zusammen aus 2,8 bis 11,3 mg p-Hydroxyphenylethanol/kg Olivenöl, 1,4 bis 5,5 mg/kg 3,4-Dihydroxyphenylethanol, 0,8 bis 3,2 mg/kg Protocatechusäure, 0,9 bis 3,5 mg/kg p-Hydroxybenzoesäure, 0,6 bis 2,2 mg/kg Vanillinsäure, 0,4 bis 1,8 mg/kg Syringasäure, 0,3 bis 1,1 mg/kg Zimtsäure, 0,3 bis 1,2 mg/kg p-Cumarsäure, 0,3 bis 1,2 mg/kg o-Cumarsäure, 0,4 bis 1,7 mg/kg Kaffeesäure, 0,3 bis 1,2 mg/kg Ferulasäure sowie vier nicht identifizierten komplexen Phenolen, die bei Hydrolyse 4-Hydroxyphenylethanol oder 3,4-Dihydroxyphenylethanol freisetzen. Daneben sind 2,3 bis 9,1 mg/kg des Bitterstoffs Oleuropein und eine nicht genannte Menge des Secoiridoids Elenolsäure enthalten [74]. Hauptbestandteil der Kohlenwasserstofffraktion ist mit einem Ölanteil von 0,125 bis 0,7 % das für Olivenöl charakteristische Triterpen Squalen [70].
Squalen
Weitere Bestandteile sind C11- bis C32-n-Paraffine, aromatische Kohlenwasserstoffe, Naphthalin und dessen Derivate sowie 0,2 ppm Phenanthren, 0,027 ppm Pyren, 0,14 ppm Fluoranthren, 0,07 ppm 1,2-Benzanthren, 0,05 ppm Crisen und 0,12 ppm Perilen [72]. Zusätzlich enthält Olivenöl in geringen Mengen freie und veresterte C27- bis C32-n-Alkohole [72]. Die Sterolfraktion besteht aus 1310 mg β-Sitosterol/kg Olivenöl, 58 mg/kg Δ7-Stigmasterol, 29 mg/kg Δ5-Avenasterol, 28 mg/kg Campesterol und 14 mg/kg Stigmasterol [70]. Für Geschmack und Geruch des Olivenöls sind zahlreiche aliphatische und aromatische Kohlenwasserstoffe, aliphatische und terpenoide Alkohole, Aldehyde, Ketone, Ether, Ester sowie Furan- und Thiophenderivate verantwortlich [72].
Identitaet: DC einer Lösung von Olivenöl in Chloroform nach DAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII: Referenzsubstanz: Maisöl; Sorptionsmittel: Kieselgur G, das mit flüssigem Paraffin imprägniert ist; FM: Essigsäure 98 %; Detektion: Einstellen in eine mit Ioddämpfen gesättigte Kammer und anschließendes Besprühen mit Stärkelsg., Auswertung im Vis; Auswertung: Nachweis der Triacylglycerole in Form eines charakteristischen Musters von mindestens 4 blauen Zonen und Vergleich mit einem typischen Chromatogramm von Olivenöl. Als FM kann anstelle des Eisessigs auch das angenehmer zu handhabende mit Paraffin fast gesättigte Gemisch aus Aceton und Acetonitril verwendet werden [77]. Zur Verbesserung der Arzneibuchmethode wurde der Ersatz des Kieselgurs durch Cellulose-Fertigplatten [78] oder durch High Performance DC-Fertigplatten mit gebundenen C18-Phasen vorgeschlagen [77]. Elegante und schnelle Trennungen, auch von kritischen Triacylglycerolpaaren des Olivenöls, gelingen mittels HPLC:[79], [127] Stationäre Phase: RP-2 Material (5 μm, 250 × 4,6 mm); Mobile Phase: Aceton-Acetonitril (65+35), 1 mL/min; Detektion: Massendetektor bei einer Verdampfungstemperatur von 50 °C [127].
Reinheit: Relative Dichte: 0,910 bis 0,916 DAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII; 0,910 bis 0,915 USP XXII. Absorption: Die Absorption von 1 % Olivenöl in Cyclohexan darf bei 270 nm höchstens 0,20 betragen. Das Verhältnis der Absorptionen bei 232 nm und 270 nm muß mindestens 8 betragen DAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII. Die spektrophotometrische Prüfung soll Verschnitte mit raffiniertem Öl, das deutlich stärker absorbiert, erkennen lassen. Insbesondere am Wert der Verhältniszahl sind jedoch Zweifel aufgekommen, so daß von deren Gebrauch wieder abgekommen wird [77]. Säurezahl: Höchstens 2,0, mit 5,0 g Substanz in 50 mL Lösungsmittel bestimmtDAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII; die in 10 g Öl enthaltenen freien Fettsäuren dürfen zur Neutralisation nicht mehr als 5,0 mL 0,1 N NaOH-Lösung verbrauchen USP XXII. Olivenöl zur parenteralen Anwendung, Säurezahl: Höchstens 0,5 DAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII. Peroxidzahl: Höchstens 15 DAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII. Olivenöl zur parenteralen Anwendung, Peroxidzahl: Höchstens 5,0 DAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII. Verseifungszahl: 190 bis 195 USP XXII. Iodzahl: 79 bis 88 USP XXII. Unverseifbare Anteile: Höchstens 1,5 % (m/m) DAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII. DAB 10 (Eur), ÖAB 90 und Helv VII lassen nach der Verseifung die UA mit Petrolether ausschütteln und nach Entfernen des Lösungsmittels gravimetrisch bestimmen. Um fehlerhafte Werte durch mitgeschleppte Kaliumsalze der Fettsäuren zu vermeiden, werden die UA nach der Wägung in EtOH gelöst, acidimetrisch mit Bromphenolblau als Indikator titriert und der gravimetrisch erhaltene Wert entsprechend korrigiert. Fremde fette Öle: DAB 10 (Eur), ÖAB 90 und Helv VII schreiben eine gaschromatographische Prüfung der nach Umesterung aus den Triacylglycerolen erhaltenen Fettsäuremethylester vor: Referenz: Gemisch aus Methyllaurat, Methylmyristat, Methylpalmitat, Methylarachidat und Methyloleat; Probenvorbereitung: Umesterung des Öls mit wasserfreier methanolischer KOH-Lösung; Säule: Aus inertem Material, 2 bis 3 m lang, innerer Durchmesser 2 bis 4 mm; Trägermaterial: Kieselgur zur GC oder ein anderes geeignetes Material mit einer Korngröße von 125 bis 200 μm; Stationäre Phase: Macrogolsuccinat oder Macrogoladipat oder ein anderes Material mit der gleichen Anzahl an theoretischen Böden und gleicher Auflösung, Trägerbelegung 5 bis 15 %; Trägergas: Stickstoff (Flammenionisationsdetektor), Helium oder Wasserstoff (Wärmeleitfähigkeitsdetektor), jeweils trockene Gase mit max. 10 ppm Sauerstoff; Injektortemp.: ca. 200 °C; Säulentemp.: 180 ° ±5 °C (isotherm) oder Temperaturprogramm 120 ° bis 200 °C mit 5 °C/min linearem Temperaturanstieg; Detektortemp.: ca. 200 °C; qualitative Auswertung: Peakidentifizierung mit Hilfe einer aus den bekannten Fettsäuremethylestern des Referenzgemischs aufgenommenen Eichkurve. Dazu wird bei isothermer GC der Logarithmus der Nettoretentionszeit gegen die Anzahl der Kohlenstoffatome der Fettsäuren aufgetragen. Bei GC mit linearem Temperaturprogramm wird die Retentionszeit gegen die Zahl der Kohlenstoffatome aufgetragen; quantitative Analyse: Berechnung nach der Verhältnismethode, wobei die Summe der den Fettsäuremethylestern entsprechenden Peakflächen als 100 % angenommen wird. Steht kein Integrator zur Verfügung, so wird die Peakfläche durch Dreiecksberechnung bestimmt. Die Fettsäurefraktion muß folgende Zusammensetzung haben DAB 10 (Eur) : Gesättigte Fettsäuren mit weniger als 16 C-Atomen: Höchstens 0,1 %; Palmitinsäure: 7,5 bis 20,0 %; Palmitoleinsäure: Höchstens 3,5 %; Stearinsäure: 0,5 bis 3,5 %; Ölsäure: 56 bis 85 %; Linolsäure: 3,5 bis 20,0 %; Linolensäure: Höchstens 1,5 %; Arachinsäure: Höchstens 0,5 %; Gadolinsäure: Höchstens 0,2 %; Behensäure: Höchstens 0,2 %; Erucasäure: Höchstens 0,1 %. Die Untersuchung der Fettsäurezusammensetzung erlaubt keine sichere Erkennung fremder Öle, weil die natürlichen Schwankungen beträchtlich sind. Fremde Öle werden nur erkannt, wenn deren Fettsäurezusammensetzung von der des verfälschten Öls deutlich abweicht oder wenn sie ungewöhnliche Fettsäuren in großer Menge enthalten [81]. Eine bessere Erkennung fremder Öle gelingt über die Bestimmung des Palmitinsäureanteils in Position 2 der Triacylglycerole [83]. Hierzu werden die Triacylglycerole durch Pankreaslipase abgebaut, die Monoacylglycerole mittels DC isoliert und nach Überführung der Fettsäuren in die Methylester gaschromatographisch der Anteil der Palmitinsäure bestimmt. Es darf nicht mehr als 2 % Palmitinsäure gefunden werden. Zur eleganteren Veresterung der Triacylglycerole wurde die Verwendung einer Lösung von 15 % BF3 in wasserfreiem Methanol vorgeschlagen[82]. Fettsäuremethylester lassen sich auch mit gutem Erfolg an Cyanosiliconen oder mittels der Kapillar-DC mit Glas- oder Quarzsäulen trennen [81]. Sterole DAB 10 (Eur), ÖAB 90 und Helv VII lassen die Zusammensetzung der Sterolfraktion prüfen. Die Abtrennung der Sterole erfolgt mittels DC: Untersuchungslösung: 5 % UA von Olivenöl in Chloroform; Referenz: Cholesterol, frisch hergestellte UA von Rapsöl und von Sonnenblumenöl; Untersuchungs- und Referenzlösungen werden getrennt auf 3 DC-Platten jeweils doppelt aufgetragen; Sorptionsmittel: Kieselgel G, 0,5 mm; FM: Aceton-Heptan (15+85); Detektion: Besprühen mit Kaliumpermanganat-Lösung 5 %, Auswertung im Vis; Ausschaben: Die den Sterolen der Referenzlösungen entsprechenden unbesprühten Zonen der Öle werden abgeschabt, eluiert und nach dem Trocknen mittels GC untersucht: Untersuchungslösung: Durch DC abgetrennte und trimethylsilylierte Sterole des Olivenöls; Referenzlösungen: Trimethylsilyliertes Gemisch aus 9 Teilen Rapsölsterolen und 1 Teil Cholesterol, trimethylsilylierte Sonnenblumenölsterole; Trimethylsilylierung: Mit Chlortrimethylsilan und Hexamethyldisilazan in Pyridin; Säule: Glas, 1 bis 2 m lang, 3 bis 4 mm innerer Durchmesser; Säule, stationäre Phase: Kieselgur zur GC, belegt mit 2 bis 4 % (m/m) Polydimethylsiloxan; Trägergas: Stickstoff; Detektion: Flammenionisationsdetektor, Temp.: 285 °C; Säulentemp.: 275 °C; Injektortemp.: 285 °C; Auswertung: Identifizierung der Sterole durch Vergleich der tr-Werte der Referenzsterole mit den tr-Werten der Hauptpeaks der Untersuchungslösung. Der Anteil der einzelnen Sterole wird aus deren Peakfläche ermittelt. Die Sterolfraktion von Olivenöl muß die folgende Zusammensetzung haben DAB 10 (Eur): Mindestens 93 % β-Sitosterol; höchstens 0,5 % Cholesterol; höchstens 0,5 % Δ7-Stigmasterol; höchstens 4 % Campesterol. Der Gehalt von Δ7-Stigmasterol muß kleiner sein als der von Campesterol. Die GC-Bestimmung der Sterole gilt als beste Methode, um Identität und Reinheit von Olivenöl nachzuweisen. Eine bessere DC-Abtrennung der Sterole erreicht man bei Verwendung von Hexan-Ether (60+40) oder (50+50) [66]. Außerdem wurde zur Verbesserung der Trimethylsilylierung die Verwendung von N-Methyl-N-trimethylsilyl-heptafluorbutyramid (MSHFBA) vorgeschlagen[66]. Da unter den angegebenen GC-Bedingungen β-Sitosterol und Δ5-Avenasterol nicht getrennt werden, ist der für β-Sitosterol angegebene Gehalt als Summe beider Sterole zu verstehen [66]. Sesamöl: Nachweis von Sesamin durch Schütteln mit Acetanhydrid und Furfural. Beim Zusatz von Schwefelsäure zum Filtrat darf keine bläulichgrüne Farbe entstehen (Pavolini-Reaktion) DAB 10 (Eur), USP XXII, ÖAB 90, Helv VII. Andere Arzneibücher lassen zusätzlich auf die Abwesenheit folgender Öle prüfen: Baumwollsamenöl: Nachweis von Sterculiasäure mittels der Halphen-Reaktion. Nach Zusatz von Isoamylalkohol sowie einer Lösung von Schwefel in Schwefelkohlenstoff darf das in kochende NaCl-Lösung geschüttete Gemisch während 2 h keine Rotfärbung zeigen USP XXII, AB-DDR. Erdnußöl: Nachweis der schwerlöslichen Arachinsäure und Lignocerinsäure. Nach Verseifung mit ethanolischer KOH-Lösung und anschließender Reinigung werden die Fettsäuren in 90 %igem (V/V) Ethanol gelöst, abgekühlt und 30 min bei 15 °C gehalten. Es dürfen sich keine Kristalle bilden USP XXII, AB-DDR. Teesamenöl: Nach Schütteln mit einer Mischung aus Acetanhydrid, Chloroform und Schwefelsäure darf im durchscheinenden Licht keine Braunfärbung auftreten. Zusätzlich darf nach dem Zusatz von Ether keine vorübergehende Rotfärbung entstehen USP XXII. Kapoköl: Nachweis von Sterculiasäure. Es wird wie bei der Prüfung auf Baumwollsamenöl verfahren. Beim Erhitzen des Gemischs in siedender NaCl-Lösung darf während 120 min keine Rotfärbung auftretenAB-DDR. Trocknende fette Öle: Nach Unterschichten des Öls mit einer Mischung aus konz. HNO3 und Wasser und Zugabe eines in beide Flüssigkeiten ragenden Kupferdrahts muß das Öl innerhalb von 24 h zu einer körnig-festen Masse erstarren AB-DDR. Sauer reagierende Verunreinigungen: Nach Schütteln mit Wasser und Bromkresolgrün darf die wäßrige Schicht bei seitlicher Betrachtung keine gelbe Färbung haben AB-DDR. Mit Hilfe der Hauptkomponentenanalyse (PCA) des Fettsäureprofils, vor allem aber des Triacylglycerolprofils können Verfälschungen von Olivenöl mit 20 % Maiskeimöl, Baumwollsamenöl, Sonnenblumenöl, Sojaöl oder Rapsöl eindeutig erkannt werden. Die Erkennung von Verfälschungen mit 10 % der genannten Öle gestaltet sich dagegen schwierig [80]. Anilide, die nach Genuß von spanischem Olivenöl, das mit anilinbehandeltem Rapsöl verfälscht war, das „Toxic Oil Syndrome“ (s. → Toxikologische Eigenschaften) verursachten, können nach alkalischer Hydrolyse und Bromierung des entstehenden Anilins zum 2,4,6-Tribromderivat gaschromatographisch unter Verwendung eines Elektroneneinfangdetektors (ECD) bestimmt werden [115].
Gehalt: s. → Reinheit.
Stabilität: AB-DDR forderte, das Öl mindestens in Abständen von 2 Jahren zu prüfen. Vier bisher nicht identifizierte komplexe Phenole des Olivenöls scheinen am Schutz des Öls vor Autoxidation beteiligt zu sein [74]. In zwei neueren Untersuchungen wird Hydroxytyrosol (= 3,4-Dihydroxyphenylethanol) als wichtigstes natürliches Antioxidans des Olivenöls identifiziert [128], [129]. Daneben gewähren auch Kaffeesäure und Oleuropein einen gewissen Oxidationsschutz [128].
Lagerung: Vor Licht geschützt, in dicht verschlossenen, dem Verbrauch angemessenen, möglichst vollständig gefüllten Behältnissen. Das Standgefäß in der Offizin darf Öl im Anbruch enthalten. Öle verschiedener Lieferungen dürfen nicht miteinander gemischt gelagert werden DAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII. USP XXII fordert nur dicht verschlossene Behälter und eine kühle Lagerung.
Zubereitungen: Olivenöl zur parenteralen Anwendung DAB 10 (Eur), ÖAB 90, Helv VII. Herstellung durch Sterilisation im Trockenschrank bei 140 °C oder durch Keimfiltration nach Zusatz von 5 % Benzylalkohol und anschließendem einstündigem Erhitzen auf 120 °C.
Verwendung: Olivenöl dient zur Herstellung von Linimenten, Salben, Pflastern und Seifen und wird als Vehikel zur Herstellung öliger Lösungen und Suspensionen zur Injektion verwendet [88]. Der weitaus größte Teil der Weltproduktion an Olivenöl dient als Nahrungsmittel. In Griechenland, Italien, Portugal und Spanien ist es das wichtigste Pflanzenöl [70].
Gesetzliche Bestimmungen: Negativmonographie der Kommission E am BGA „Olivae oleum (Olivenöl)“ [87].
Wirkungen: Wirkung auf die Serumlipide. Im Tierversuch führt der tägliche Futterzusatz von 5 bis 10 g Olivenöl nur bei einem von 23 Kaninchen zu leichten arteriosklerotischen Veränderungen. Wird dagegen 5 bis 10 g Schweineschmalz zugesetzt, so zeigen 6 von 17 Kaninchen leichte und 2 Kaninchen schwere arteriosklerotische Veränderungen. Nach Zusatz von 1 g Cholesterol kommt es in der mit Olivenöl gefütterten Gruppe deutlich seltener zur Ausbildung einer Arteriosklerose [91]. Zu einem ähnlichen Ergebnis kommt eine Studie, bei der 21 gesunde Frauen nach einer vierwöchigen palmöl- und butterreichen Diät jeweils sechswöchige olivenölreiche bzw. sonnenblumenölreiche Diäten erhielten. Mit Olivenöl wird demnach ein weniger atherogenes Serumlipidprofil erreicht als mit Palmöl/Butter oder mit Sonnenblumenöl [117]. Eine Untersuchung über den Zusammenhang zwischen dem Konsum von Nahrungsfetten mit entweder überwiegend gesättigten oder überwiegend monoungesättigten Fettsäuren und Risikofaktoren der coronaren Herzkrankheit ergab bei 4093 italienischen Frauen und Männern zwischen 20 und 59 Jahren, daß bei beiden Geschlechtern ein hoher Verbrauch von Olivenöl mit einem signifikant erniedrigten systolischen Blutdruck sowie mit deutlich erniedrigten Plasmawerten für Glucose und Cholesterol korreliert [84]. Die günstige Beeinflussung der Serumlipide durch Olivenöl wird von einer weiteren Studie bestätigt, in der bei 11 Freiwilligen nach einer dreiwöchigen Diät, die 28 % der Gesamtkalorien in Form von Olivenöl zuführte, die Plasmawerte des Gesamtcholesterols um 9,5 %, des Apolipoprotein B um 7,4 %, des LDL-Cholesterols um 12,2 % und der Gesamttriacylglycerole um 25,5 % erniedrigt sind, während HDL-Cholesterol sowie Apolipoprotein AI unverändert bleiben. Eine veränderte Cholesterolsättigung der Galle wurde interessanterweise nicht beobachtet. Als Vergleich diente eine standardisierte fettarme Diät [86]. Der Ersatz von Butter durch Olivenöl steigert bei 11 gesunden Ileostomaträgern die Nettocholesterolausscheidung des Dünndarms um den Faktor 2,5 [120]. Nicht bestätigt werden die oben genannten Ergebnisse von einer Untersuchung an 33 normocholesterämischen Männern und Frauen, bei denen nach einer sechswöchigen olivenölreichen Diät im Vergleich zu einer palmölreichen Diät keine Veränderungen des Serumcholesterols und des Profils der Serumlipoproteine beobachtet werden [118]. Im Vergleich zu einer fischölreichen Ernährung führt die vierwöchige Zufuhr von 15 g Olivenöl/Tag bei unveränderter Triglyceridkonzentration zu einer Senkung des Gesamtcholesterols im Serum, und dabei insbesondere zur Senkung des Low-Density-Lipoprotein (LDL)-Cholesterols [119]. Andere vergleichende Untersuchungen mit Olivenöl und Ölen mit hohem Anteil mehrfach ungesättigter Fettsäuren können die serumcholesterolsenkende Wirkung von Olivenöl jedoch nicht bestätigen. So senkt eine vierwöchige Diät, die 30 % der Gesamtkalorien in Form von Olivenöl zuführt, bei 23 Patienten mit hohem Arterioskleroserisiko weder das Gesamtcholesterol noch das LDL-Cholesterol des Serums. Allerdings vermindert Olivenöl die Plasmawerte von Apolipoprotein AI und von Apolipoprotein AI:B. Überraschenderweise wird unter der Olivenöldiät auch eine deutliche Senkung der Plasmaglucose beobachtet [85]. Auch nach einer zwölfwöchigen Diät, die den gesamten Fettbedarf über Olivenöl/Erdnußöl deckt, werden im Vergleich zu einer an mehrfach ungesättigten Fettsäuren reichen Diät mit Maiskeimöl und Safloröl keine signifikanten Unterschiede bei den durchschnittlichen Plasmakonzentrationen von Triglyceriden, Gesamtcholesterol, VLDL-Cholesterol, LDL-Cholesterol und Gesamt-HDL-Cholesterol festgestellt [116].
Unerwünschte Wirkungen
Unerwünschte Wirkungen
In seltenen Fällen kann es beim Auftragen auf die Haut zu allergischen Hautreaktionen kommen [87], [123], [124],[125].
Innerlich: Zubereitungen von Olivenöl werden angewendet bei Cholangitis, Cholelithiasis, Ikterus, Flatulenz, Meteorismus, Dysbakterien, Roemheld-Syndrom, bei Obstipation und als Darmgleitmittel [57], [87]. Außerdem wird Olivenöl bei Gallenwegsleiden [56], [57], zur Behandlung von Magen- und Darmgeschwüren [88], bei Nierensteinen[57] sowie in Form einer Emulsion als stickstoffreiche Diät bei Nierenversagen gegeben [132]. Äußerlich: Zur Wundpflege, bei leichten Verbrennungen und bei Psoriasis [57], [87], zum Erweichen von Krusten bei Ekzemen und als Massagegleitöl [132], in wäßriger Emulsion bei Sonnenbrand, als Massageöl zur Rheumabehandlung sowie bei Blutungen [57]. Olivenöl hat eine cholecystokinetische Wirkung. Bei Gallensteinleiden ist die therapeutische Anwendung von Olivenöl wegen des Risikos der Auslösung einer Gallenkolik nicht zu vertreten. Bei den anderen beanspruchten Anwendungsgebieten ist die Wirksamkeit nicht belegt, so daß eine therapeutische Anwendung nicht empfohlen werden kann [87]. Zur Beseitigung von verfestigtem Stuhl werden 100 bis 500 mL auf Körpertemperatur erwärmtes Olivenöl in das Rectum injiziert [132]. Zur Behandlung von Magen- und Darmgeschwüren werden 3mal täglich 15 bis 30 mL mit der Mahlzeit gegeben [88].
Acute Toxizität:
Mensch. Toxic Oil Syndrome [68], [126] . Im Frühjahr 1981 erregte in Spanien eine bisher unbekannte, epidemieähnliche Krankheit beträchtliches Aufsehen, an der in den darauffolgenden Monaten etwa 20.000 Menschen erkrankten und 250 bis 300 Menschen starben. Eine als Olivenöl verkaufte Mischung aus Traubenkernöl, Rapsöl, Baumwollsamenöl und anderen Ölen, die bis zu 2000 ppm Fettsäureanilide enthielt, gilt heute als Auslöser der Krankheit. Diese waren durch Hitzebehandlung des Ölgemisches bei 200 °C im Vakuum aus Anilin entstanden, welches dem technischen Rapsöl zugesetzt wird, um es ungenießbar zu machen. Das klinische Bild der akuten Erkrankung war geprägt durch Fieber, Unwohlsein, Magen-Darm-Störungen, Hautjucken, Exantheme und andere Hautausschläge, Atmungsstörungen mit den radiologischen Befunden einer Lungenentzündung und eines Lungentranssudats. In einigen Fällen entwickelten sich Lungenbeschwerden mit anschließendem Lungenversagen. Neurologische Symptome waren Kopfschmerzen, Störungen des Schlafcyclus, Choreoathetose und Zeichen eines Hirnödems. Nach Entlassung aus der Klinik wurden etwa 10 % der Patienten mit Fieber, Appetitlosigkeit, Gewichtsverlust, Reizbarkeit, Muskelschmerzen, Parästhesien, Muskelzuckungen und Zeichen eines Lungenhochdrucks erneut eingewiesen. Die klinische Erscheinungsform der Krankheit ähnelte in der akuten Phase einem allergisch-toxischen Syndrom und in der chronischen Phase einer Autoimmunreaktion. Weder mit Vitamin E noch mit Penicillamin, Polyvinylpyrrolidon oder Corticosteroiden konnten therapeutische Erfolge erzielt werden.
1. Heg, Bd. V, Teil 3, S. 1.934–1.944
2. Johnson LAS (1957) Contrib N S Wales Nat Herb 2:395–418
3. Knoblauch E (1891) Oleaceae. In: Engler A, Prantl K (Hrsg.) Die natürlichen Pflanzenfamilien, W. Engelmann, Leipzig, Bd. IV, 2, S. 1–16
4. Camurati F, Rizzolo A, Fedeli E (1980) Riv Ital Sost Grasse 57:369–377
5. Bianchini JP, Gaydon EM, Rafaralahitsimba G, Waegell B, Zahra JP (1988) Phytochemistry 27:2.301–2.304
6. Gariboldi P, Jommi G, Verotta L (1986) Phytochemistry 25:865–869
7. Tsukamoto H, Hisada S, Nishibe S (1985) Chem Pharm Bull 33:396–399
8. Harborne JB, Green PS (1980) Bot J Linn Soc 81:155–167
9. Nishibe S, Tsukamoto H, Agata J, Hisada S, Shima K, Takemoto T (1981) Shoyakugaku Zasshi 35:251–254
10. Tsukamoto H, Hisada S, Nishibe S, Roux DG, Rourke JP (1984) Phytochemistry 23:699–700
11. Tsukamoto H, Hisada S, Nishibe S (1984) Chem Pharm Bull 32:2.730–2.735 [PubMed]
12. Tsukamoto H, Hisada S, Nishibe S (1985) Chem Pharm Bull 33:1.232–1.241
13. Tsukamoto H, Hisada S, Nishibe S, Roux DG (1984) Phytochemistry 23:2.839–2.841
14. Hgn, Bd. 5, S. 231–247
15. Schneider G, Kleinert W (1972) Planta Med 22:109–116 [PubMed]
16. Hgn, Bd. 9, S. 172
17. Franke W (1989) Nutzpflanzenkunde, 4. Aufl., Thieme, Stuttgart, S. 153–156
18. Morettini A (1962) Der Ölbaum. In: Bally W, Ferwerdea JD, Morettini A (Hrsg.) Tropische und subtropische Weltwirtschaftspflanzen, Teil 2: Ölpflanzen, 2. Aufl., F. Enke, Stuttgart, S. 20–78
19. Loussert R, Brousse G (1978) L'olivier, G. P. Maisonneuve & Larose, Paris, S. 124–125
20. Panizzi L, Scarpati ML, Oriente G (1960) Gazz Chim Ital 90:1.449–1.485
21. Inouye H, Yoshida T, Tobita S, Tanaka K, Nishioka T (1974) Tetrahedron 30:201–209
22. Ragazzi E, Veronese G, Guiotto A (1973) Ann Chim 63:13–20
23. Panizzi L, Scarpati ML, Trogolo C (1965) Gazz Chim Ital 95:1.279–1.292
24. Fritsch R (1986) Oleaceae. In: Schultze-Motel J (Hrsg.) Rudolf Mansfeld, Verzeichnis landwirtschaftlicher und gärtnerischer Kulturpflanzen (ohne Zierpflanzen), Springer, Berlin, Heidelberg, New York, S. 1.062–1.063
25. Mechoulam R, Danieli N, Mazur Y (1962) Tetrahedron Lett: 709–712
26. Scarpati ML, Trogolo C (1966) Tetrahedron Lett: 5.673–5.674
27. Caputo R, Mangoni L, Monaco L, Previtera L (1974) Phytochemistry 13:1.551–1.552
28. Camurati F, Rizzolo A, Fedeli E (1980) Riv Ital Sost Grasse 57:369–377
29. Kofler M, Langemann A, Rüegg R, Chopard-dit-Jean LH, Rayroud A, Isler O (1959) Helv Chim Acta 42:1.283–1.292
30. Caputo R, Mangoni L, Monaco P, Previtera L (1974) Phytochemistry 13:2.825–2.827
31. Ragazzi E, Veronese G (1967) Ann Chim 57:1.386–1.397
32. Vazquez Roncero A, Constante EG, Duran MR (1974) Grasas Aceites 25:269–279
33. Camurati F, Rizzolo A, Fedeli E (1981) Riv Ital Sost Grasse 58:541–547
34. Amiot MJ, Fleuriet A, Macheix JJ (1986) J Agric Food Chem 34:823–826
35. Vanzetti BL (1929) Monatshefte Chem 52:163–168
36. Chiba M, Okabe K, Hisada S, Shima K, Takemoto T, Nishibe S (1979) Chem Pharm Bull 27:2.868–2.873
37. Chopin J, Dellamonica G (1988) C-glycosyl-flavonoids. In: Harborne JB (Hrsg.) The Flavonoids, Chapman&Hall, London, S. 66
38. Luh BS, Mahecha G (1971) Chung Kuo Nung Yeh Hua Hsueh Hui Chih 1–24, zit. nach CA 77:60298
39. Harborne JB, Grayer RJ (1988) The anthocyanins. In: Harborne JB (Hrsg.) The Flavonoids, Chapman& Hall, London, S. 4
40. Gil-Serrano A, Mateos-Matos MI, Tejero-Mateo MP (1986) Phytochemistry 25:2.653–2.654
41. Amin ES, Bassiouny AR (1979) Phytochemistry 18:344
42. Firma Müggenburg/Aloeslohe (1992) Mitteilung vom 10.04.1992
43. LeTutour B, Guedon D (1992) Phytochemistry 31:1.173–1.178
44. Huneck S, Lehn JM (1963) Bull Soc Chim Fr: 321–322
45. Vazquez Roncero A, Janer del Valle ML (1962) Grasas Aceites 13:242
46. Bockova H, Holubek J, Cekan Z (1964) Coll Czech Chem Commun 29:1.484–1.491
47. Samuelsson GL (1951) Farm Revy 50:229, zit. nach Samuelsson GL (1952) Dtsch Apoth Ztg 92:294
48. Zarzuelo A, Duarte J, Jimenez J, Gonzalez M, Utrilla MP (1991) Planta Med 57:417–419 [PubMed]
49. Laserre B, Kaiser R, Huu Chanh P (1983) Naturwissenschaften 70:95–96 [PubMed]
50. Ribeiro RA, Melo MMRF, Barros F, Gomes C, Trolin G (1986) J Ethnopharmacol 15:261–269 [PubMed]
51. Rauwald HW, Brehm O (1991) Planta Med 57 (Suppl):A59
52. Occhiuto F, Circosta C, Gregorio A (1990) Phytother Res 4:140–143
53. Petkov V, Manolov P (1972) Arzneim Forsch 22:1.476–1.486 [PubMed]
54. BAz Nr. 11 vom 17.01.1991
55. Hänsel R (1991) Phytopharmaka, 2. Aufl., Springer, Berlin Heidelberg New York, S. 50
56. Karl J (1983) Phytotherapie, 4. Aufl., Verlag Tibor Marczell, München, S. 244
57. DeFeo V, Aquino R, Menghini A, Ramundo E, Senatore F (1992) J Ethnopharmacol 36:113–125 [PubMed]
58. Capasso F, De Simone F, Senatore F (1982) J Ethnopharmacol 6:243–250 [PubMed]
59. Leporatti ML, Posocco E, Pavesi A (1985) J Ethnopharmacol 14:65–68 [PubMed]
60. Darias V, Bravo L, Barquin E, Martin Herrera D, Fraile C (1986) J Ethnopharmacol 15:169–193 [PubMed]
61. Kuwajima H, Uemura T, Takaishi K, Inoue K, Inouye H (1988) Phytochemistry 27:1.757–1.759
62. Mussini P, Orsini F, Pelizzoni F (1975) Phytochemistry 14:1.135
63. Vazquez Roncero A, Janer del Valle ML (1967) Grasas Aceites 18:222–230, zit. nach CA 68:19529
64. Movsumov IS, Aliev AM, Tagieva ZD (1987) Farmatsiya (Moskau) 36:32–34, zit. nach CA 106:207221
65. Kriventsov VJ, Dolganenko LG, Dranik LJ (1974) Chem Nat Comp 10:101
66. Kom, Bd. 3, S. 2.597–2.599
67. Codex Alimentarius Commission, Amendment (1981) Codex Stan 33, zit. nach Lit. [66]
68. Pestaña A, Munoz E (1982) Nature 298:608 [PubMed]
69. Vazquez Roncero A (1963) Grasas Aceites 14:262–270
70. Padley FB, Gunstone FD, Harwood JL (1986) Occurence and characteristics of oils and fats. In: Gunstone FD, Harwood JL, Padley FB (Hrsg.) The Lipid Handbook, Chapman&Hall, New York, S. 49–112
71. Itoh T, Yoshida K, Yatsu T, Tamura T, Matsumoto T, Spencer GF (1981) J Am Oil Chem Soc 58:545–550
72. Fedeli E (1977) Progr Chem Fats Other Lipids 15:57–74 [PubMed]
73. Minguez-Mosquera MI, Gandul-Rojas B, Gallardo-Guerrero ML (1992) J Agric Food Chem 40:60–63
74. Diaz Blasco R, Pizzorno LN (1957) An Direc Nacl Quim (Buenos Aires) 10:13–16, zit. nach CA 53:17539
75. Ragazzi E, Veronese R (1973) Riv Ital Sost Grasse 50:443
76. Vazquez Roncero A, Janer del Valle C, Janer del Valle ML (1976) Grasas Aceites 27:185
77. Kom, Bd. 1, S. 113–115
78. Pachaly P (1988) Dtsch Apoth Ztg 128:1.689–1.693
79. Fiebig HJ (1985) Fette Seifen Anstrichm 87:53, zit. nach Lit. [77]
80. Tsimidou M, Macrae R (1987) Food Chem 25:251–258
81. Kom, Bd. 1, S. 139–143
82. Metcalfe LD, Schmitz AA (1961) Anal Chem 33:363, zit. nach Lit. [81]
83. Comm Tec Govern (1971) Norme italiane per il controllo dei grassi e dei derivati, Staz Sper ed Oli e Grassi, Milano, Metodo Ba-IV-40-1971, zit. nach Lit. [72]
84. Trevisan M, Krogh V, Freudenheim J, Blake A, Muti P, Panico S, Farinaro E, Mancini M, Menotti A, Ricci G (1990) J Am Med Assoc 263:688–692
85. Sirtori CR, Tremoli E, Gatti E, Montanari G, Sirtori M, Colli S, Gianfranceschi G, Maderna P, Zucchi Dentone C, Testolin G (1986) Am J Clin Nutr 44:635–642 [PubMed]
86. Baggio G, Pagnan A, Muraca M, Martini S, Opportuno A, Bonanome A, Ambrosio GB, Ferrari S, Guarini P, Piccolo D, Manzato E, Corrocher R, Crepaldi G (1988) Am J Clin Nutr 47:960–964 [PubMed]
87. BAz Nr. 178 vom 21.09.1991
88. Hag, Bd. VII, S. 199
89. Pardun H (1969) Analyse der Fette und Fettbegleitstoffe. In: Schormüller J (Hrsg.) Handbuch der Lebensmittelchemie, Bd. IV: Fette und Lipoide, Springer, Berlin Heidelberg New York, S. 1.014
90. Poletti A, Schilcher H, Müller A (1982) Heilkräftige Pflanzen, Walter Hädecke Verlag, Weil der Stadt, S. 187
91. Holzner H, Kriehuber E, Wenger R (1960) Virch Arch Pathol Anat 333:210–218
92. DAB 10
93. Steinegger E, Steiger KE (1959) Pharm Acta Helv 34:521–542 [PubMed]
94. Bianchi G, Murelli C, Vlahov G (1992) Phytochemistry 31:3.503–3.506
95. Amiot MJ, Fleuriet A, Macheix JJ (1989) Phytochemistry 28:67–69
96. Kubo J, Matsumoto A (1984) J Agric Food Chem 32:687–688
97. Vlahov G (1992) J Sci Food Agric 58:157–159
98. Tomas F, Ferreres F (1980) An Quim Ser C (Madrid) 76:292–293
99. Heimler D, Pieroni A, Tattini M, Cimato A (1992) Chromatographia 33:369–373
100. Brenes-Balbuena M, Garcia-Garcia P, Garrido-Fernandez A (1992) J Agric Food Chem 40:1.192–1.196
101. Cantarelli C (1961) Riv Ital Sost Grasse 38:69, zit. nach Lit. [102]
102. Fernandez Diez MJ (1970) The Olive. In: Hulme AC (Hrsg.) The Biochemistry of Fruits and their Products, Academic Press, London, S. 255–279
103. Schneider G, Löbenberg L (1972) Planta Med 22:117–121 [PubMed]
104. Gonzalez M, Zarzuelo A, Gomez MJ, Utrilla MP, Jimenez J, Osuna I (1992) Planta Med 58:513–515 [PubMed]
105. Circosta C, Occhiuto F, Gregorio A, Toigo S, de Pasquale A (1990) Plant Méd Phytothér 24:264–277
106. De Pasquale R, Monforte MT, Trozzi A, Raccuia A, Tommasini S, Ragusa S (1991) Plant Méd Phytothér 25:134–140
107. Valnet J (1983) Phytothérapie, 5. Aufl., Maloine, Paris, S. 587–588
108. Cecchini T (1990) Enciclopedia de las hierbas y de las plantas medicinales, Editorial De Vecchi S. A., S. 348–351
109. Font Quer P (1962) Plantas Medicinales, Labor S. A., Barcelona, S. 741–744
110. Schneller P (1953) Hippokrates 24:476–478 [PubMed]
111. Moldenschardt H (1954) Med Monatsschr 8:402–403 [PubMed]
112. Scheller EF (1955) Med Klin 8: 327–329
113. Luibl E (1958) Med Monatsschr 12:181–182 [PubMed]
114. Fr Demand Pat Doc No 2507477
115. Jeuring HJ, Verwaal W, Brands A, VanEde K, Dornseiffen JW (1982) Z Lebensm Unters Forsch 175:85–87
116. Dreon DM (1990) J Am Med Assoc 263:2.462, zit. nach NN (1990) Dtsch Apoth Ztg 130:2.543
117. Mata P, Garrido JA, Ordovas JM, Blazquez E, Alvarez-Sala LA, Rubio MJ, Alonso R, de Oya M (1992) Am J Clin Nutr 56:77–83 [PubMed]
118. Ng TKW, Hayes KC, DeWitt GF, Jegathesan M, Satunasingam N, Ong ASH, Tan D (1992) J Am Coll Nutr 11:383–390 [PubMed]
119. Mori T, Vandongen R, Mahanian F, Douglas A (1992) Metab Clin Exp 41:1.059–1.067
120. Bosaeus I, Belfrage L, Lindgren C, Andersson H (1992) Eur J Clin Nutr 46:111–115 [PubMed]
121. Bianco A, Lo Scalzo R, Scarpati ML (1993) Phytochemistry 32:455–457
122. Bianchi G, Vlahov G, Angglani C, Murelli C (1993) Phytochemistry 32:49–52
123. Van Joost T, Sillevis Smitt JH, van Ketel WG (1981) Contact Dermatitis 7:309–310 [PubMed]
124. De Boer EM, van Ketel WG (1984) Contact Dermatitis 11:128–129 [PubMed]
125. Jung HD, Holzegel K (1987) Dermatosen 35:131–132
126. Blanca M, Boulton P, Brostoff J (1984) Clinical Allergy 14:165–168
127. Tsimidou M, Macrae R, Wilson I (1987) Food Chem 25:227–239
128. Chimi H, Sadik A, Le Tutour B, Rahmani M (1988) Rev Fr Corps Gras 35:339–344
129. Servili M, Montedoro GF (1989) Ind Aliment 28:14–19
130. ÖAB 90
131. Helv VII
132. BPC 79
133. Joulain D (1986) Study of the fragrance given off by certain springtime flowers. In: Brunke EJ (Hrsg) Progress in Essential Oil Research, De Gruyter, Berlin, S. 57–67
134. Al-Qarawi AA, Al-Damegh MA, ElMougy SA (2002) Phytotherapy Research 16:286-287
Copyright
Copyright
Lizenzausgabe mit freundlicher Genehmigung des Springer Medizin Verlags GmbH, Berlin, Heidelberg, New York
Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft Stuttgart, Birkenwaldstraße 44, 70191 Stuttgart
Datenstand
Datenstand
24.01.2013
Page updated
Google Sites
Report abuse