Capsicum
Capsici fructus (Paprika)
Verfasser
Neera Chaurasia, Günter Henkler
Übersicht
C > Capsicum > Capsicum annuum L. > Capsici fructus (Paprika)
Gliederung
G Capsicum
D Capsicum annuum hom. HPUS 78
D Capsici fructus acer (Cayennepfeffer)
Synonyme
Capsici annui fructus; Fructus Capsici; Fructus Capsici annui
Sonstige Bezeichnungen
dt.:Brasilianischer Pfeffer, Cayennepfeffer, indischer Pfeffer oder türkischer Pfeffer, Schotenpfeffer, Spanischer Pfeffer, Taschenpfeffer; African cayenne, African chillies, bird pepper, capsicum fruit, cayenne pepper, chillies, cockspur pepper, Guinea pepper, Guinea pods, Louisiana lang pepper, Nyassaland pepper, red pepper, spanish pepper, tochillies; Capsique, fruit de poivre d'Espagne, piment de cayenne, piment rouge, poivre d'Indre; Aji, capsico annuo, chile, fruto de capsico, paprika, pimiento, pimiento rojo [48]; dän.:Spansk peber, spansk peppar; hindi:Lal mircha [52]; lateinisch:Piper brasiliense, P.cayennense, P.hispanicum, P.indicum, P.rubrum, P.turcicum; port.:Pimentao, Pimentao cornicabra [53]; tsch.:Orvoc pieprzowca.
Offizinell
Paprika – DAB 7; Fructus Capsici – Dan IX, ÖAB 90, CsL 3; Capsici fructus – Hisp IX, USP XI; Pimentao – Portug 46; Capsicum – BPC 79, Jap XI, IndP 66., Belg V, Ned 5, Helv VI, Norv V, Pol III, Svec 46, ChinP 53
Reife, getrocknete Früchte DAB 7, Hisp IX, USP XI, ÖAB 90, BPC 79, CsL 3, IndP 66; getrocknete FrüchteDan IX; die Früchte Jap XI, Portug 46. Paprika, bestehend aus den frischen oder getrockneten Früchten verschiedener capsaicinarmer Capsicum-Arten [127]. Hinweis: Während sich die Aufbereitungsmonographie „Paprika“ der Kommission E am BGA [127] nur auf capsaicinarme Sorten von Capsicum annuum L., also den „edelsüßen“ Paprika des Handels, bezieht und die scharfen Sorten in einer gesonderten Monographie „Cayennepfeffer“ [126] (s. → Capsici fructus acer) aufführt, beziehen sich die o. a. Arzneibücher auf scharfe (brennende), capsaicinreiche Capsicum-Sorten.
Stammpflanzen: Capsicum annuum L.
Herkunft: Europa, insbesondere Ungarn, Rumänien, Bulgarien, Südfrankreich, Spanien und Italien, sowie in Nordamerika; kleine Anbaugebiete in Mittel- und Südamerika sowie in Asien und Afrika [19], [54].
Gewinnung: Die zur Zeit der Vollreife geernteten Früchte werden gewöhnlich in flacher Schicht ausgebreitet und an einem warmen, aber schattigen Ort oder auf Heißluftdarren getrocknet, wobei die Temperatur 35 °C nicht überschreiten soll [19], [46], da bei Heißlufttrocknung mit minimaler Sonnenlichteinwirkung oder im Dunkeln hohe Capsaicinoidgehalte erreicht werden [57].
Handelssorten: Zur Gewinnung der Arzneidroge dienen nur scharfe Sorten, die die Anforderungen an den Capsaicinoidgehalt erfüllen [18].
Ganzdroge: Aussehen.
Capsicum annuum L.: Quer- und Längsschnitt durch die Frucht mit Samen [Bildautor: Prof. Dr. Werner Rauh †]
Aussehen. Frucht kegelförmig, orange, braun- bis dunkelrot, etwa 6 bis 12 cm lang und am Grunde bis 4 cm breit, wo sie einem flach ausgebreiteten, graugrünen Kelch mit meist 5 Zähnen aufsitzt. Häufig ist noch ein Rest des gebogenen, hohlen Fruchtstiels vorhanden. Fruchtwand etwa 0,3 mm dick, brüchig, außen glänzend, glatt oder zart querstreifig, innen heller gefärbt und mit kleinen, punktförmigen oder axial gestreckten, blasigen Aufwölbungen versehen. Die aus meist 3, seltener 2 Fruchtblättern gebildete Frucht ist im oberen Teil ungefächert, im unteren Teil 2- oder 3fächerig. Die Samen sitzen im unteren Teil der Frucht zentralwinkelständig, im oberen Teil an den leistenförmig angeordneten Placenten. Samen hellgelb, scheibenförmig, fast kreisrund, etwa 0,6 mm dick und mit einem Durchmesser von 3 bis 5 mm. Ihre Oberfläche ist feingrubig. In das Endosperm ist der gebogene Embryo eingebettet [50]. Die Früchte variieren sehr in Größe, Form, Farbe und Dicke der Fruchtwand. Durch das Altern werden die frisch feuerroten, gelbroten oder gelben Früchte braun bis schwarz [19].
Schnittdroge: Geschmack. Die Früchte sind von scharfem und brennenden Geschmack und entwickeln schon beim Berühren einen sehr scharfen, heftig zum Niesen reizenden Staub [19] ; die Placentateile schmecken brennend scharf [46], [50]. Geruch. Die Früchte sind fast geruchlos und entwickeln beim Berühren einen schwach würzigen Geruch. Aussehen. Unregelmäßige Bruchstücke der meist braunroten Fruchtwand, ganze Samen, seltener gelblichrote Teile der Placenten und graugrüne Stücke des Kelches und des Fruchtstiels [19].
Capsici fructus: a Querschnitt durch den Randteil der Paprika-Fruchtscheidewand mit epidermalen Capsaicin-Drüsen. b Flächenansicht der äußeren Oberhaut der Paprika-Fruchtwand, Epidermiszellen und Cuticula. Nach Lit.[58]
Capsici fructus: a Querschnitt durch den Randteil des Paprikasamens; b Flächenansicht der Epidermiszellen und Drüsenhaare von der Oberseite der Kelchblätter der Paprikafrucht. Vergrößerung 200fach. Nach Lit. [58]
Mikroskopisches Bild: Die in Aufsicht polygonalen, dickwandigen, getüpfelten Epidermiszellen der Fruchtwand sind im Querschnitt schmal, tangential gestreckt; ihre helle Außenwand ist stark verdickt und von einer Cuticula bedeckt, die häufig parallel verlaufende Rillen aufweist. Die äußeren Zell-Lagen des Mesocarps sind stark kollenchymatisch verdickt; sie enthalten zahlreiche rotgelbe Öltröpfchen und rote Körnchen. Nach innen zu gehen sie allmählich in dünnwandige, große, dicht gelagerte, die gleichen Inhaltsstoffe führende Parenchymzellen über, in deren inneren Schichten sich zarte Leitbündel finden; die innerste Schicht bilden Großzellen, die von dünnwandigen, teils kollabierten Zellreihen gestützt werden und denen die Endokarpzellen aufliegen. Unter den Großzellen haben diese perlschnurartig verdickte und verholzte Wände; im Querschnitt sind sie quadratisch oder flach rechteckig, in Aufsicht meist axial gestreckt, wellig bis buchtig; die Zellen über den Stützzellreihen sind meist schwach gewellt, dünnwandig und wenig auffallend. Die Epidermiszellen des Samens sind im Querschnitt quadratisch bis tangential gestreckt, an den Kanten mehr radial verlängert; ihre Außenwände und die oberen Teile der Seitenwände sind relativ dünn; die unteren Teile der Seitenwände und die Innenwand zeigen gelbliche, unregelmäßige, dicke, geschichtete, gelegentlich mit kleinen Warzen versehene, verholzte Auflagerungen; in Aufsicht erscheinen die Zellwände daher unregelmäßig wulstig (Gekrösezellen). Es folgen mehrere Lagen dünnwandiger, teilweise zusammengedrückter Zellen. Die derbwandigen Zellen des Endosperms und die zartwandigen Gewebe des Embroys führen fettes Öl und Aleuronkörner. Die obere Epidermis des Kelches besteht aus polygonalen Zellen, die häufig etwa 100 μm lange Drüsenhaare mit ein- bis dreizelligem Stiel und vielzelligem, schmalem Köpfchen tragen; das interzellularenreiche Mesophyll besitzt rundliche Parenchymzellen, die teilweise Calciumoxalatsand enthalten. Die Zellen der unbehaarten, unteren Epidermis sind meist langgestreckt und geradwandig; die in der Epidermisebene liegenden, rundlichen bis ovalen Spaltöffnungen sind etwa 45 μm lang und 35 μm breit. Der Stiel zeigt unregelmäßig isodiametrische oder gestreckte Epidermiszellen, häufig Spaltöffnungen, spärlich Drüsenhaare, zartwandiges Grundgewebe mit vereinzelten Calciumoxalatsandzellen, einen Ring bikollateraler Leitbündel mit schraubig oder netzartig verdickten Gefäßen, verholzten Sklerenchymfasern, reich getüpftelten, verholzten Markstrahlzellen und dünnwandige Zellen des Markes [50].
Pulverdroge: Mikroskopisches Bild. Gelblichrot bis rotbraun. Fragmente der Fruchtwandepidermis mit dickwandigen, getüpfelten Zellen; kollenchymatisch verdickte oder dünnwandige Zellen des Mesocarps mit gelblichroten Öltropfen und roten Körnchen; Bruchstücke des Endocarps mit Nestern perlschnurartig verdickter und verholzter Zellen; Gekrösezellen der Epidermis der Samenschale; Bruchstücke des Endosperms und des Embryos; wenige graugrüne Fragmente des Kelchs mit Spaltöffnungen und Drüsenhaare; wenige faserige Fragmente des Fruchtstieles [50].
Charakteristiche Bestandteile des Pulvers von Capsici fructus. a Bruchstücke aus der Samenschalenepidermis mit „Gekrösezellen“, schwach grünlich, zahlreich, sehr charakteristisch; b Bruchstücke aus der inneren Fruchtwandepidermis mit den auffallend getüpfelten, zahlreichen „Rosenkranzzellen“, sehr charakteristisch; c Öltropfen, sehr zahlreich, durch Rotfärbung charakteristisch; d Epidermiszellen aus der inneren Fruchtwand in Aufsicht; e Bruchstücke aus dem Endosperm, oft mit Aleuronkörnern. Aus Lit. [30]
Verfälschungen/Verwechslungen: Andere Capsicum-Früchte oder deren Bestandteile dürfen nicht vorhanden sein. Früchte von Capsicum frutescens L. sind 1 bis 7 cm lang und 0,3 bis 2 cm breit; ihre Epidermiszellen sind kleiner, annähernd quadratisch, reihenförmig angeordnet und zart getüpfelt; die übrigen Zellelemente von Frucht und Samen sind bei etwa gleicher Form ebenfalls kleiner [50]. Paprikapulver kommt häufig ausgezogen, dann wieder aufgefärbt in den Handel, wobei minderwertige Sorten auch mit Olivenöl geölt werden. Hoher Sandgehalt, Mahlprodukte der Getreide- und Hülsenfrüchte, zerriebenes Brot, Maisstärke, Mehl, Kleie, Grieß, Holzmehl, Ziegelmehl, Ölkuchenmehl, Eichenrinde, Curcuma, Sandelholz, Ocker, Chromrot, Mennige, Schwerspat und Teerfarbstoffe wurden beobachtet. Ein hoher Bariumgehalt dürfte auf einen mit Bariumsalzen gefällten Ponceau-Farbstoff zurückzuführen sein, der früher namentlich in Ungarn zugesetzt worden sein soll. Es sollen auch capsaicinfreie Paprikapulver als „süßer“ oder „edelsüßer“ Paprika in den Handel gekommen sein, die teilweise oder ganz mit Alkohol ausgezogen wurden. Zur Auffindung der Verfälschungen mittels Fluoreszenzmikroskopie s. Lit.[31]
Minderqualitäten: Die Droge darf nicht von Milben befallen sein [50]. Bei unsachgemäßer Ernte können Teile des Stengels oder der Blätter oder Teile anderer Pflanzen in die Droge gelangen; hierdurch wird Wert und Aussehen der Droge beeinträchtigt [54].
Inhaltsstoffe: Scharfstoffe. Die Scharfstoffe des Paprikas (0,01 bis 0,22 %) stellen Säureamide zwischen Vanillylamin und einer gesättigten oder ungesättigten Carbonsäure dar und werden als Capsaicinoide bezeichnet. Bekannt sind Capsaicin sowie mindestens 11 weitere chemisch nahestehende Verbindungen wie Dihydro-, Nordihydro- (bis zu 10 %) und Homodihydrocapsaicin neben weiteren mengenmäßig unbedeutenderen. Die Hauptkomponenten Capsaicin (32 bis 38 %), das Amid zwischen Vanillylamin und der C10-Carbonsäure (E)-8-Methyl-6-nonen-säure, sowie Dihydrocapsaicin (18 bis 52 %) machen 84 % der Gesamtscharfstoffe aus. Die Zusammensetzung variiert je nach Capsicum-Sippe [59]-[64]. Der scharfe Geschmack ist an die freie phenolische Hydroxylgruppe in Position 4 gebunden [46]. Biosynthese und Vorkommen: Der C6-C1-Teil und das N-Atom stammen aus Phenylalanin auf bislang ungeklärtem Reaktionsweg. Unter Verlängerung der Seitenkette durch Anknüpfung von Acetylgruppen entsteht der C10-Säureanteil aus aliphatischen Aminosäuren [65]-[68]. Capsaicinoide kommen nur in den Placenten der Früchte von Capsicum-Arten vor. Zusammen mit geringen Mengen ätherischen Öls werden sie von Drüsenzellen der Placentaepidermis als kleine ölige Tropfen unter die Cuticula abgegeben, wo sie auskristallisieren [67]. Saponine/Steroide. Die Samen enthalten neben 4-α-Methyl-5-α-cholest-8(14)-en-3-β-ol [43] ein bisdesmosidisches 22-Hydroxyfurostanolglykosid [34]. Ätherisches Öl. Ca. 0,1 % äth. Öl mit den Aromakompenten 2-Methoxy-3-isobutylpyrazin und Capsiamid, N-(13-Methyltetradecyl)acetamid [69], [70].
Scharfstoffe aus Capsicum-Arten. Nach Lit. [15]
Farbstoffe. 0,3 bis 0,8 % lipophile Carotinoide, die frei und als Fettsäureester vorkommen. Zu diesem Gemisch mit über 30 Verbindungen zählen Capsanthin mit 35 % der Gesamtmenge, α-Carotin mit 10 % und Violaxanthin mit 10 %. Ein 3,6-Epoxid des Capsanthins sowie weitere Epoxide sind identifiziert [55], [71]. Capsici annui fructus besitzt geringe Vitamin-A-Aktivität [72].
Capsanthin (= E 160c, C-Orange 13)
Flavone/Flavanone. Apiin, das nach Säurehydrolyse Apigenin, Apiose und Glucose ergibt, ferner neben anderen Luteolin-7-glucosid [39]. Eriocitrin und Hesperidin waren entgegen früheren Angaben nicht nachweisbar [39].
Identitaet: Capsaicinoide. Kolorimetrische, photometrische Methoden. Bei der Vanadinmethode reagiert Ammoniumvanadat mit Capsaicinoiden in organischen Lösungsmitteln zu einer blauen Verbindung. Capsaicin reduziert Phosphormolybdänsäure zu Molybdänblau [79], [80]. Mit Diazobenzolsulfonsäure kuppelt Capsaicin zu einem roten Azofarbstoff [81]. Diese Methoden sind nicht spezifisch, nicht empfindlich und werden durch Begleitstoffe gestört [78]. Mit Dibrom- bzw. Dichlorchinonchlorimid reagiert Capsaicin zu einem Indophenolfarbstoff[82]. Jedoch muß Capsaicin auch hier von störenden Begleitstoffen z. B. durch SC oder DC gereinigt werden.Chromatographische Methoden. Die SC, vorwiegend an Aluminiumoxid, Aktivkohle, Kieselgur, Polyamid oder Kieselgel, dient hauptsächlich der Reinigung von Capsicum-Extrakten, daneben aber auch zur Auftrennung im präparativen Maßstab. Die Papierchromatographie wurde mittlerweile durch DC verdrängt. Dünnschichtchromatographie: Es sind zahlreiche Methoden beschrieben, die vor allem hinsichtlich Probenaufbereitung, mobiler Phase und Detektion variieren [83]-[86]. Mit bestimmten stationären Phasen erreicht man auch eine Auftrennung der Capsaicinoide. Die Nachweisgrenze reicht bis zu 0,1 μg Capsaicin [78]. Gaschromatographie: Capsaicinoidgemische können mittels GC üblicherweise nach drei Methoden aufgetrennt werden: als Methylester der Fettsäuren; [87] durch direkte Chromatographie der Capsaicinoide; [88]-[91] nach Trimethylsilylierung der Capsaicinoide [92], [93], [94]. Die Flammenionisationsdetektion ist hierbei am gebräuchlichsten. Hochdruckflüssigkeitschromatographie: Ohne Derivatisierung können die Capsaicinoide an RP-Phasen und Ag+-haltigen mobilen Phasen gut aufgetrennt werden. Bei gleichzeitiger quantitativer Bestimmung erhält man ein charakteristisches Fingerprintchromatogramm [95], [96], [97]. Spektroskopische Methoden: Die IR-, MS- und NMR-Spektroskopie dient vor allem der Strukturaufklärung; sie werden jedoch auch zur Qualitätsprüfung von Capsicum-Früchten und -Zubereitungen vorgeschlagen [98]. Ätherisches Öl. Die ISO-Methode wird als geeignet zur volumetrischen Bestimmung des äth. Öls des Gewürzpaprikas betrachtet [99]. Zur qualitativen Bestimmung der Einzelstoffe bietet sich die GC in Verbindung mit MS an [100]. Carotinoide. Qualitative und quantitative Untersuchungen werden mittels DC oder vor allem per HPLC durchgeführt [101]-[105]. Droge. Makroskopische und mikroskopische Merkmale nach DAB 7: → s. Ganzdroge, Schnittdroge, Pulverdroge. DC nach ÖAB 90: 10%iger Drogenauszug mit Chloroform. Stationäre Phase: Kieselgel 60 F. Mobile Phase: Diethylether. Detektion: Dichlorchinonchlorimid und Ammoniak. Auswertung: Blauviolette Capsaicinoidzonen bei Rf-Werten zwischen 0,5 und 0,8. DC nach AB-DDR: Untersuchungslsg.: Drogenauszug mit Methanol-Wasser-Mischung (1+1) wird mit Benzol ausgeschüttelt, die obere Phase dient der DC. Vergleichslsg.: 0,005 g Capsaicin in 20,0 mL Chloroform gelöst. Stationäre Phase: Kieselgel G. Mobile Phase: Chloroform-Methanol (95+5) (V/V). Detektion: Dibromchinonchlorimid, Ammoniakdampf. Auswertung: Nach Detektion Nachweis der blauen Capsaicinzone anhand der Referenzsubstanz. Prinzipiell ähnliche DC-Untersuchung nach Jap XI mit veränderter Drogenaufbereitung und anderer mobilen Phase. Farbreaktionen nach USP XI: Prüfung auf Capsanthin: Zu 0,01 g pulverisierte Droge gibt man 80%ige Schwefelsäure. Einige Teilchen färben sich dunkelblau oder grünlichblau. Nach 1 bis 2 min bilden sich graublaue Tropfen. 10 mg Droge werden mit 5 mL Petroläther geschüttelt, der Trockenrückstand des Filtrats färbt sich auf Zugabe von Schwefelsäure bläulichgrau. Tinktur. DC der Tinktur nach AB-DDR: Vergleichslsg.: 0,05%ige ethanolische Lsg. von Capsaicin. Stationäre Phase: Chloroform Methanol-Ameisensäure (100+10+6). Detektion: Dibromchinonchlorimid-Rg. Extrakt. Dichte 0,92 bis 0,94 ÖAB 90.
Reinheit: Droge. Asche: Höchst. 7 % DAB 7; höchst. 10 %Dan IX, USP XI; höchst. 6,5 % Hisp IX, CsL 3; höchst. 8 %, bestimmt mit der gepulverten Droge Portug 46,ÖAB 90, Jap XI, IndP 66. Säureunlösliche Asche: Höchst. 1 %Dan IX; höchst. 1,2 % Jap XI. Sulfatasche: Höchst. 8 % Helv VI. Trocknungsverlust (Wassergehalt): Höchst. 12 %USP XI; höchst. 13 % CsL 3. Fremde Bestandteile: Höchst. 1,0 % Jap XI; höchst. 3 % Kelche und FruchtstielchenIndP 66. Fremde org. Beimengungen: Höchst. 1,0 % IndP 66. Extraktgehalt: Mind. 9 % Eth löslicher ExtrakteJap XI. Prüfung auf künstliche Farbstoffe/Teerfarbstoffe: Nachweis durch Färbung eines weißen, entfetteten Wollfadens mit einem wäßrig-alkoholisch-alkalisierten Drogenauszug und Entfärbbarkeit mit Ammoniaklsg. DAB 7; der Farbton der wäßrigen Lsg. aus gepulverten Paprika bzw. Cayennepfeffer darf sich durch verdünnte HCl oder verdünntem Ammoniak nicht deutlich verändern Hisp IX, Portug 46, ÖAB 90. Tinktur. Ethanolgehalt: Mind. 65 % (V/V) ÖAB 90. Alkoholzahl: Mind. 9,7 Jap XI. Dichte: Ca. 0,82 Jap XI. Extrakt. Trocknungsverlust: Höchst. 5,0 %ÖAB 90.
Gehalt: Droge. Gehalt an Capsaicinoiden, berechnet als Capsaicin: Mind. 0,25 %, bezogen auf die bei 105 °C getrockente Droge ÖAB 90; mind. 0,18 % CsL 3. Extraktivstoffe: Mind. 12 % nicht Eth-flüchtiger ExtaktivstoffeIndP 66. Zubereitungen. Tinktur: Mind. 0,025 % ÖAB 90. Extrakt: Mind 2,5 % ÖAB 90.
Gehaltsbestimmung: Nach Extraktion der lipophilen Capsaicinoide mit Dichlormethan oder Chloroform oder anderen lipophilen Lösungsmitteln werden die Capsaicinoide mittels DC gereinigt, und nach Elution der Zone erfolgt Umsetzung mit Gibbs-Rg. (2,6-Dichlorchinonchlorimid) und spektralphotometrische Bestimmung ÖAB 90. AB-DDRläßt bei prinzipiell ähnlicher Drogenaufbereitung die dem Capsaicin entsprechende DC-Zone auskratzen, das substanzhaltige Kieselgel mit Dichlorchinonchlorimid versetzen und nach Zentrifugieren die überstehende klare Lsg. direkt bei UV 590 nm gegen eine Blindprobe messen.
Wirkwertbestimmung: Der Scharfstoffgehalt kann zur sensorischen Grenzwertbestimmung dienen; 0,02 g Droge in 500 mL Wasser (1:50.000) müssen noch deutlich scharf schmecken DAB 7, auch USP XI läßt auf die Schärfe prüfen. Biologische Wertbestimmung durch Prüfen des scharfen Geschmacks [76], der sog. Scoville heat test, ist von der ASTA und ISO zur Scharfwertbestimmung von Capsicum-Produkten zugelassen [77].
Stabilität: Der Capsaicinoidgehalt kann durch Licht, Schimmelpilze, UV-Licht, UV-Bestrahlung, Hitze und Oxidation negativ beeinflußt werden [15].
Lagerung: Droge. Vor Licht geschützt DAB 7; vor Licht geschützt, in gut schließenden Gefäßen USP XI, ÖAB 90.Zubereitungen. Tinktur: Vor Licht geschützt, in dicht schließenden Behältnissen ÖAB 90, Jap XI; vor Licht geschützt. Extrakt: Vor Licht geschützt, in dicht schließenden Gefäßen ÖAB 90.
Zubereitungen: S. a. unter → Capsici fructus acer. Pulver. Capsici fructus pulveratus (Powdered Capsicum)Jap XI: Gelbrotes Pulver mit schwachem, charakteristischem Geruch und brennend scharfem Geschmack. Tinktur. Tinctura Capsici (Spanischpfeffertinktur) AB-DDR: Aus Spanischpfefferfrüchten im Verhältnis 1:5 gewonnener ethanolischer Drogenauszug von rötlicher Farbe, wahrnehmbarem Geruch und brennendem, anhaltendem scharfen Geschmack. Tinctura Capsici (Paprikatinktur, Cayennepfeffertinktur) ÖAB 90: Durch Perkolation mit verdünntem Alkohol erhaltener Auszug im Verhältnis Droge zu Extrakt von 1:10; gelbliche bis bräunlichrote Flüssigkeit, die eigenartig riecht und brennend scharf schmeckt, mit verdünntem Alkohol klar, mit Ethanol oder Wasser trüb mischbar. Capsicum Tincture (Tinctura Capsici) 1:10 mit Alkohol Jap XI, 1:20 mit Ethanol 60 % (V/ V) IndP 66. Extrakt. Extractum Capsici (Paprikaextrakt, Cayennepfefferextrakt) ÖAB 90: Mit Aceton erhaltenes Perkolat im Verhältnis von Droge zu Extrakt von 1:2 wird mit der Preßflüssigkeit vereinigt und das Aceton abdestilliert. Die flüssigen Anteile werden durch Watte filtriert, der Filterrückstand verworfen; viskose, gelborange- bis dunkelrote, in dünner Schicht klare oder fast klare Flüssigkeit von eigenartigem Geruch und brennend scharfem Geschmack; Mischbarkeit mit Fetten, fetten Ölen oder Vaseline, mit Ethanol nur teilweise, mit Wasser nicht mischbar. Oleoresin. Capsicum-Oleoresin (Capsicum Extractum) IndP 66: s. → Capsici fructus acer. Capsaicin-Darstellung/Isolierung. Die Gewinnung erfolgt in zwei Schritten: Zunächst wird das Capsaicinoid-angereicherte Capsicum-Oleoresin durch Extraktion mit organischen Lösungsmitteln, meistens polaren wie Methanol, Ethanol, Aceton oder auch unpolaren wie Dichlormethan, Chloroform oder Ethylacetat durch Soxhlet-Extraktion erhalten. Anschließend werden Fette, Lipide, Steroide und Pigmente durch Flüssig-flüssig-Verteilung oder SC an Aluminiumoxid, Kohle oder Kieselgur entfernt [15], [73]. Ferner sind Verfahren mittels Kohlendioxid-Extraktion [74]sowie ohne Verwendung von chlorierten Kohlenwasserstoffen [75] mit hohen Ausbeuten bekannt. Mehrmalige Umkristallisation aus Petroläther oder Hexan ergibt Capsaicinoid-Kristalle mit einem Schmelzbereich von 64 bis 65 °C. Einzelne Verbindungen erhält man nur durch weitere Auftrennung durch Papierchromatographie, DC oder HPLC [15].
Alte Rezepturen: Spiritus Capsici salicylatus (Capsicum and Salicylic Acid Spirit) Jap XI.
Verwendung: Zur Herstellung des nur wenig scharfen Gewürzpaprikas werden die Früchte nach der Ernte längsgespalten, Stengel, Kelch, Placenten und Samen werden sorgfältig entfernt, nach dem Trocknen werden die zurückgebliebenen Fruchtwände mit bestimmten Mengen der getrockneten Samen und Scheidewände versetzt und gemahlen [19], [31]. Der Gewürzpaprika wird meist in den Produktionsländern in „Paprikamühlen“ hergestellt. Im Handel ist vorwiegend in der Lebensmittelindustrie Paprikapulver. Hierbei unterscheidet man folgende Handelssorten: Edelsüßdelikater Paprika, edelsüßer Paprika, halbsüßer Gulaschpaprika, Rosenpaprika, scharfer Paprika, zumeist die Arzneibuchware oder Merkantilware aus Ungarn. Die einzelnen Produkte erhält man durch unterschiedliche Anteile an Samen und Fruchtscheidewänden im Verhältnis zu den übrigen Fruchtteilen und ggf. durch Abtrennen von Kelch und Stielen. Die einzelnen Produkte sind durch Schärfe, Aschegehalt, Sandgehalt, Farbe und Geschmack zu differenzieren. Verwendung von Capsicum und capsaicinhaltigen Zubereitungen als Tränengas [111].
Gesetzliche Bestimmungen: Aufbereitungsmonographie der Kommission E am BGA „Capsicum (capsaicinarme Paprika-Arten)“ [127]. s. → Capsici fructus acer
Pharmakologie
Wirkungen: S. → Capsici fructus acer.
Resorption: S. → Capsici fructus acer.
Distribution: S. → Capsici fructus acer.
Elimination: S. → Capsici fructus acer.
Unerwünschte Wirkungen
Überempfindlichkeitsreaktionen wie urticarielles Exanthem in seltenen Fällen [127].
Gegenanzeigen/
Anwendungsbeschränkungen
S. → Capsici fructus acer.
Wechselwirkungen
S. → Capsici fructus acer.
In der Volksmedizin wird die capsaicinarme Paprika innerlich bei Verdauungsstörungen, Magen- und Darmleiden sowie als entwässerndes und die Herz- und Kreislauffunktionen unterstützendes Mittel angewendet [127]. Die äußerliche Anwendung bezieht sich auf die capsaicinreichen Paprikaarten (s. → Capsici fructus acer) [127]. Da die Wirksamkeit der Droge und ihrer Zubereitungen nicht belegt ist, kann die therapeutische Anwendung capsaicinarmer Zubereitungen nicht befürwortet werden [127]. Zur Anwendung „scharfer Capsicum-Früchte“ s. → Droge Capsici fructus acer. Die Droge ist nicht zur Teezubereitung geeignet. Die Anwendung von Capsicum-annuum-Früchten (Paprika) sollte sich auf die Verwendung als Gewürz und Gemüse beschränken [127]. Zur Anwendung „scharfer Capsicum-Früchte“ s. → Droge Capsici fructus acer.
Toxikologie
Acute Toxizität:
Mensch. S. → Capsici fructus acer.
Chronische Toxizität:
Mensch. S. → Capsici fructus acer.
Mutagen: S. → Capsici fructus acer.
Carcinogen: S. → Capsici fructus acer.
Reproduktion: S. → Capsici fructus acer.
Toxikologische Daten:
LD-Werte. S. → Capsici fructus acer.
Therapie: S. → Capsici fructus acer.
1. Heg (1975) Bd. V, Teil 4, S. 2556–2559
2. Brücher H (1977) Tropische Nutzpflanzen, Springer, Berlin Heidelberg New York, S. 433–444
3. Smith PG, Heiser CB jr (1951) Am J Botany:362–368
4. Terpó A (1966) Feddes Repertorium 12:155–191
5. Fingerhuth A (1820) Monographia Generis Capsici, Arnz & Comp, Düsseldorf
6. Irish HC (1898) 9th Ann Rep Missouri Bot Gard:53–110
7. Bailey LH (1923) Gentes Herb 1:128–129
8. Erwin AT (1932) Agric Exp Sta Bull:293
9. Pickersgill B (1971) Evolution 25:683–691
10. Heiser CB jr, Pickersgill B (1969) Taxon 18:277–283
11. Hunziker AT (1954) VIII Congrés international de Botanique, Comp Rend Séanc Rapp Comm, Sect 3,4,5 et 6 (1958) Synopsis of the Genus Capsicum
12. Jurenitsch J, Kubelka W, Jentzsch K (1978) Planta Med 35:174–183
13. FEu, Bd. 3, S. 196–197
14. Backer CA, Bakhuizen van den Brink RC (1965) Flora of Java, Vol. II, Groningen Niederlande, S. 469
15. Suzuki T, Iwai K (1984) In: Brossi A (Hrsg.) The Alkaloids, Vol. XXIII, Academic Press, Orlando San Diego New York London Toronto Montreal Sydney Tokyo, S. 228–300
16. Hgn, Bd. VI, S. 417–429, 439–443, 754, 789
17. Ballard RE, McClure JW, Eshbaugh WH, Wilson KG (1970) Am J Botany 57:225–233
18. Heeger EF (1956) Handbuch des Arznei- und Gewürzpflanzenanbaues – Drogengewinnung, Deutscher Bauernverlag, Berlin
19. Hag, Bd. 3, S. 669–678
20. Schultze-Motel J (1988) In: Mansfeld R (Hrsg.) Verzeichnis landwirtschaftlicher und gärtnerischer Kulturpflanzen (ohne Zierpflanzen), 2. Aufl., Bd. 2, Springer, Berlin Heidelberg New York Tokyo, S. 1207–1209
21. Heiser CG jr, Pickersgill B (1975) Baileya 19:151–156
22. DIN 10210 (1974) Gewürze und Zutaten, Nomenklatur, Beuth Verlag, Berlin
23. Garnier G, Bézanger-Beauquense L, Debraux G (1961) Ressources Médicinales de la Flore France, Vogpt Frères Éditeurs, Paris, Tome II, S. 1069-1071
24. Madaus G (1938) Lehrbuch der biologischen Heilmittel, Bd. II, Thieme, Leipzig, S. 814–819
25. Heiser CB jr (1969) Taxon 18:36–45
26. D'Arcy WG, Eshbaugh WH (1974) Baileya 19:93–105
27. Smith PG, Heiser CB jr (1957) Bull Torrey Botanical Club 84:413–420
28. Heiser CB jr, Smith PG (1953) Economic Botany:214–227
29. Eshbaugh WH, Smith PG (1971) Baileya 18:13–16
30. Deutschmann F, Hohmann B, Sprecher E, Stahl E (1979) Drogenanalyse I: Morphologie und Anatomie, 1. Aufl., Fischer, Stuttgart New York, S. 121–125
31. Berger F (1949) Handbuch der Drogenkunde, Bd. 3, Verlag W. Maudrich, Wien, S. 92-123
32. Gál IE (1967) Pharmazie 22:120–123
33. Gál IE (1968) Z Lebensm Unters Forsch 138:86–92
34. Tschesche R, Gutwinski H (1975) Chem Ber 108:265–272
35. Gutsu EV, Lazurévskii GV (1983) Isz Akad Nauk Mold, Ser Biol Khim Nauk 5:61–63, zit. nach CA 100:48599n
36. Gutsu EV, Kintya PK, Lazurévskii GV, Balashova NN (1984) Rastit Resur 20:127–130; zit. nach CA 100:117851c
37. Gutsu EV, Shvets SA, Kintia PK, Lazurievksy GV (1987) In: F.E.C.S. International Conference on Chemistry and Biotechnology of Biologically Active natural Products 3rd meeting, date 1985, VCH Weinheim, Vol. 5, S. 436–440
38. Yoshihara T,Yamaguchi K, Takamatsu S, Sakamura S (1981) Agric Biol Chem 45:2593–2598
39. Rangoonwala R, Friedrich H (1967) Naturwissenschaften 54:368 [PubMed]
40. Govindarajan VS (1985) CRC Crit Rev Food Sci Nutr 22:109–176 [PubMed]
41. Kala H (1958) Planta Med 2:186–189
42. Reschke A, Hermann K (1982) Z Lebensm Unters Forsch 174:5–8
43. Matsumoto T, Osawa Y, Itoh T (1983) Phytochemistry 22:2621–2622
44. Yahara S, Izumitani Y, Nohara T (1988) Tetrahedron Lett:1943–1946
45. Yahara S, Izumitani Y, Nohara T (1988) Tennen Yuki Kagobutsu Toronkai Koen Yoshishu 30:173–179, zit. nach CA 111:74782p
46. AB-DDR
47. Heubl G (1992) Persönliche Mitteilung München
48. Hisp IX
49. DAB 10
50. DAB 7, S. 756–758
51. BPC 79
52. IndP 66
53. Portug 46
54. Luckner R, Toth L, Luckner M (1969) Pharm Zhalle 108:1–11
55. Govindarajan VS (1986) CRC Crit Rev Food Sci Nutr 24:245–355 [PubMed]
56. Leurg AY (1980) Encyclopedia of Common Natural Ingredients, a Wiley-Interscience Publication, John Wiley & Sons, New York Chichester Brisbane Toronto
57. Borkowski B, Gertig H, Olszak M (1957) Acta Pol Pharm 15:289
58. Gassner G (1973) Mikroskopische Untersuchung pflanzlicher Lebensmittel, 4. Aufl., Fischer, Stuttgart
59. Jurenitsch J, Bingler E, Becker H, Kubelka W (1979) Planta Med 36:54–60 [PubMed]
60. Jurenitsch J, David M, Heresch F, Kubelka W (1979) Planta Med 36:61–67 [PubMed]
61. Jurenitsch J, Kubelka W, Jentzsch K (1978) Sci Pharm 46:307–318
62. Jurenitsch J (1982) Sci Pharm 50:64–70
63. Jurenitsch J (1981) Sci Pharm 49:321–328
64. Jurenitsch J (1979) Sci Pharm 47:31–36
65. Leete E, Louden MCL (1968) J Am Chem Soc 90:6837 [PubMed]
66. Bennet DJ, Kirby GW (1968) J Chem Soc, Sect. C:442
67. Rangoonwala R (1969) Pharmazie 24:177 [PubMed]
68. Kopp B, Jurenitsch J (1980) Planta Med 39:289
69. Buttery RG, Seifert RM, Guadagni DG, Ling LC (1968) J Agric Food Chem 17:1322–1327
70. Buttery RG, Seifert RM, Lundin RE, Guadagni DG (1969) Chem Ind:490–491
71. Parkes KEB, Pattenden G, Baranyai M, Molnar P, Szabolcs J, Toth G (1968) Tetrahedron Lett:2535–2538
72. Mejia LA, Hudson E, Ganzales de Mejia E, Vazquez F (1988) J Food Sci 53:1448–1451
73. The Joint Committee of the Pharmaceutical Society and the Society for Analytical Chemistry on the Methods of Assay of Crude Drugs (1959) Analyst 89:377
74. Müller-Stock A, Joshi RK, Büchi J (1973) J Chromatogr 79:229–241 [PubMed]
75. Sass NL, Rounsavill M, Combs H (1977) J Agric Food Chem 25:1419–1420
76. Scoville WL (1912) J Am Pharm Assoc 1:453
77. Govindarajan VS (1979) ACS Symp Ser 115:53
78. Pock H (1969) Die „scharf schmeckenden“ Inhaltsstoffe des Paprikas und ihre quantitative Bestimmung, Dissertation Wien
79. Büchi J, Hippenmeier F (1948) Pharm Acta Helv 23:327–336
80. Büchi J, Hippenmeier F (1948) Pharm Acta Helv 23:352–360
81. Csedö K, Kopp E (1964) Pharmazie 19:541–544 [PubMed]
82. Holló J, Gál I, Sütö J (1957) Fette Seifen Anstrichmittel 59:1048u1049
83. Wagner H, Bladt S, Zgainski EM (1983) Drogenanalyse, Springer, Berlin Heidelberg New York
84. Stahl E, Kraus LJ (1969) Arzneim Forsch 19:684 [PubMed]
85. Stahl E, Schild W (1981) 4. Drogenanalyse: Inhaltsstoffe und Isolierungen, 1. Aufl., Fischer, Stuttgart, New York
86. Glasl H, Ihrig M (1984) Pharm Ztg 129:609–612
87. Todd PH jun, Perun C (1961) Food Technology:270–272
88. Morrison JI (1967) Chem Ind:1785–1786
89. Holló J, Jupucz E, Bodor J (1969) Lebensm Wiss Technik 2:19–21
90. Grushka E, Karral P (1977) Separation Science 12:415–423
91. Dicecco JJ (1976) J Assoc Off Anal Chem 59:1–4 [PubMed]
92. Müller-Stock A, Joshi RK, Büchi J (1973) Pharm Acta Helv 47:7–14
93. Müller-Stock A, Joshi RK, Büchi J (1973) Pharm Acta Helv 48:504–516 [PubMed]
94. Müller-Stock A, Joshi RK, Büchi J (1971) J Chromatogr 63:281–287 [PubMed]
95. Jurenitsch J, Kampelmühler I (1980) J Chromatogr 192:101–110
96. Heresch F, Jurenitsch J (1979) Chromatographia 12:647
97. Sticher O, Soldati F, Joshi RK (1978) J Chromatogr 166:221–231
98. Woodbury JE (1980) J Assoc Off Anal Chem 63:556–558
99. Tatár J (1964) Herba Hungarica 3:457–465
100. Chitwood RL, Pangborn RM, Jennigs W (1983) Food Chem 11:201–216
101. Baranyai M, Marus U, Szabolcs J (1982) Acta Alimentaria 11:309–323
102. Biacs PA, Daood HG, Pavisa A, Hajdu F (1989) J Agric Food Chem 37:350–353
103. Minguez Mosquera MI, Garrido Fernandez J, Pereda Marin J (1984) Grasas Aceites 35:4–10; zit. nach CA 100:208039k
104. Camara B, Monéger R (1978) Phytochemistry 17:91–93
105. Fisher C, Kocis JA (1987) J Agric Food Chem 35:55–57
106. Kirtikar KR, Basu BD (1987) Indian Mdicinal Plants, Vol. 3, 2nd Ed. (reprint), Internatinal Book Distributors, Dehradun India
107. Perry LM (1980) Medicinal Plants of East and Southeast Asia: Attributed Properties and Uses, MIT Press, Cambridge Massachusetts London England
108. Cecchini T (1990) Enciclopedia de las Hierbas y de las Plantas Medicinales, Editorial de Vecchi, Barcelona
109. Nadkarni KM (1982) Indian Materia Medica, Vol. 1, Sangam Books, Bombay London
110. Glatzel H (1968) Die Gewürze, Nicolaische Verlagsbuchhandlung, Herford
111. Fisher AA (1970) Hautarzt 21:295–297 [PubMed]
112. Roth L, Daunderer M, Kormann K (1984) Giftpflanzen – Pflanzengifte, Ecomed, Landsberg
113. Agrawal RC, Bhide SV (1987) Indian J Med Res 86:391–396 [PubMed]
114. Abbott FV, Grimes RW, Melzack R (1984) Brain Research 295:77–84 [PubMed]
115. Agrawal RC, Wiessler M, Hecker E, Bhide SV (1986) Int J Cancer 38:689–695 [PubMed]
116. Agrawal RC, Sarode AV, Lalitha VS, Bhide SV (1985) Toxicology Letters 28:1–7 [PubMed] [PubMed]
117. Andoh R, Shima K, Miyagawa T, Sakurada S, Kisara K, Ohsawa K, Takahashi M (1980) Japan J Pharmacol 30:599–605 [PubMed]
118. Atal CK, Zutshi U, Rao PG (1981) J Ethnopharmacol 4:229–232 [PubMed]
119. Bevan S, Szolcsanyi J (1990) TIPS 11/8:330–333
120. RoD IV-3, S. 817
121. Buck SH, Burks TF (1983) TIPS 4/2:84–87
122. Bucsics A, Lembeck F (1981) European Journal of Pharmacology 71:71–77 [PubMed]
123. Burks TF, Buck SH, Miller MS (1985) Federation Proc 44:2531–1534 [PubMed]
124. Colpaert FC, Donnerer J, Lembeck F (1983) Life Sciences 32:1827–1834 [PubMed]
125. Damhoeri A, Hosono A, Itoh T (1985) Agric Biol Chem 49:1519–1520
126. BAz Nr. 22a vom 01.02.1990
127. BAz Nr. 80 vom 27.04.1989
128. BAz Nr. 190a vom 10.10.1985
129. Desai HG, Venugopalan K, Philipose M, Zaveri MP, Kalro RH, Antia FP (1977) Indian J Med Res 66:440–448[PubMed]
130. Uphof JCT (1968) Dictionary of Economic Plants, 2nd Ed., Verlag von J. Cramer, New York
131. Mukerjee B (1953) The Indian Pharmaceutical Codex, Council of scientific & industrial Research, New Dehli, Vol. I, S. 51–52
132. Di Sclafani A, Wilkin JK (1983) Cutis 31:523–530 [PubMed]
133. Ekandem GJ (1978) Diss. Abstr. int B39, 491, S. 116
134. Flynn DL, Rafferty MF (1986) Prostaglandins Leukotrienes and Medicine 24:195–198 [PubMed]
135. Gamse R, Molnar A, Lembeck F (1979) Life Science 25:629–636 [PubMed]
136. Glinsukon T, Stitmunnaithum V, Toskulkao C, Buranawuti T, Tangkrisanavinont V (1980) Toxicon 18:215–220[PubMed]
137. Kom, S. 1116–1121
138. Camara B, Monéger R (1978) Phytochemistry 17:91–93
139. Keshinro OO, Ketiku OA (1983) Food Chemistry 11:43–49
140. Keller U, Flath RA, Mon TR, Teranishi R (1981) ACS Symp Ser 170, zit. nach CA 96:50912
141. Jentzsch K, Kubelka W, Pock H (1969) Sci Pharm 37:153–162
142. Hänsel R, Haas H (1983) Lokale Wirkungen von Hautreizstoffen. In: Hänsel R, Haas H (Hrsg.) Therapie mit Phytopharmaka, Springer, Berlin
143. Hänsel R, Haas H (1983) Cayennepfeffer und Capsaicin. In: Hänsel R, Haas H (Hrsg.) Therapie mit Phytopharmaka, Springer, Berlin
144. Hayes AG, Hawcock AB (1984) Life Sciences 35:1561–1568 [PubMed]
145. Hori T, Shibata M, Kiyohara T, Nakashima T, Asami A (1988) Neuropharmacology 27:135–142 [PubMed]
146. Kawada T, Suzuki T, Takahashi M, Iwai K (1984) Toxicology and Applied Pharmacology 72:449–456
147. Kim JP, Park JG, Lee MD, Han MD, Park ST, Lee BH, Jung SE (1985) Japanese Journal of Surgery 15:427–437 [PubMed]
148. Jancsó G (1977) Nature 270:741–743, zit. nach Lembeck F (1980) Münch Med Wochenschr 122: 1672[PubMed]
149. LynnB (1987) Acta Physiologica Hungarica 69:287–294 [PubMed] [PubMed]
150. Makara GB, Csalay L, Frenkl R, Somfai Z, Szepeshazi K (1965) Acta Medica Hung XXI:213–216
151. Miller MS, Brendel K, Burks TF, Sipes IG (1983) Biochem Pharmacol 32:547–551 [PubMed]
152. Modly CE, Das M, Don PS, Marcelo CL, Mukhtar H, Bickers DR (1986) Drug Metabolism and Disposition 14:413–416
153. Molnár J (1965) Arzneim Forsch (Drug Res) 15:718–727
154. Monsereenurson Y (1983) Research Communications in Chemical Pathology and Pharmacology 41:95–110
155. Nagabhushan M, Bhide SV (1985) Environmental Mutagenesis 7:881–888 [PubMed]
156. Neeck G, Rusch D, Schmidt KL (1987) Z Phys Med Baln Med Klim 16:383–388
157. Saria A, Skofitsch G, Lembeck F (1982) J Pharm Pharmacol 34:273–275 [PubMed]
158. Palermo NN, Brown HK, Smith DL (1981) Brain Research 208:506–510 [PubMed]
159. Sambaiah K, Satyanarayana MN (1982) J Biosci 4:425–430
160. Skofitsch G, Donnerer J, Lembeck F (1984) Arzneim Forsch (Drug Res) 34:154–156
161. Theriault E, Otsuka M, Jessell T (1979) Brain Research 170:209–213 [PubMed]
162. Toda N, Usui H, Nishino N, Fujiwara M (1972) J Pharmacol Exp Ther 181:512–521 [PubMed]
163. van der Hoeven JC, Lagerweij WJ, Bruggeman IM, Voragen FG, Koeman JH (1983) J Agric Food Chem 31:1020–1026 [PubMed]
164. Glatzel H (1965) Muench Med Wochenschr 7:332–342
165. Nicoll RA, Schenker C, Leeman SE (1980) Ann Rev Neurosci 3:227–268, zit. nach Lit. [116]
166. Carpentier SE, Lynn B (1981) Br J Pharmacol 73:755–758, zit. nach DIMDI-MEDLINE, Dok.-Nr. 81 233 574 vom 30.06.1992 [PubMed]
167. Harper GP, Thoenen H (1981) Ann Rev Pharmacol Toxicol 21:205–209, zit. nach DIMDI-MEDLINE, Dok.-Nr. 81 206 018 vom 30.06.1992
168. Kessler JA, Black IB (1981) Proc Nethl Acad Sci USA 78:4644–4647, zit. nach DIMDI-MEDLINE, Dok.-Nr. 82 037 892 vom 30.06.1992 [PubMed]
169. Toth NN (1984) Anticancer Res 4:117, zit. nach De Vincenzi M, Maialetti F, Di Pasquale M (1991) Fitoterapia LXII:60–61 [PubMed]
170. NN (1983) Res comm in Chem Pathol and Pharmacol 41:95, zit. nach Di Vincenzi M, Maialetti F, Di Pasquale M (1991) Fitoterapia LXII:60–61
171. NN (1985) Envir Mutagen 10:321; zit. nach De Vincenzi M, Maialetti F, Di Pasquale M (1991) Fitoterapia LXII:60–61
Copyright
Lizenzausgabe mit freundlicher Genehmigung des Springer Medizin Verlags GmbH, Berlin, Heidelberg, New York
Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft Stuttgart, Birkenwaldstraße 44, 70191 Stuttgart
Datenstand
24.01.2013