150527 зачет

Температура камбия и меристем хвойных

Состояние магистерской диссертации за год до защиты

Федотов Даниил Александрович

(Планируемое) содержание работы

Введение

Глава 1.1.Обзор литературы (регуляция активности камбия, сезонные изменения в камбии, отклик зимней температуры в продуктивности камбия, работы по локальному нагреву, возможность культивирования камбия, обзоры по транскриптомам растительных клеток в разных условиях, рассмотрения вопроса о метаболизме при отрицательных температурах)

Глава 1.2. Рассмотрение выше указанных сезонных изменений активности меристем с позиции "общих принципов", приведение гипотез по упрощению представлений что происходит.

Глава 2. Приведение экспериментальных данных, по проверке гипотез (на что денег хватит)

-анализ транскриптома в покое и не покое

-анализ количества связанной и не связанно воды методом ЯМР

-анализ термо свойств коры в течении сезона

-анализ флуоресценции

-анализ гистологический (как самый верный и проверенный способ анализа камбиальной деятельности)

-анализ активности ферментов

-анализ содержания сахаров

Заключение и выводы

Итоги проведенных экспериментов, их интерпретация

Литература

Введение

«Ещё немного, ещё чуть-чуть» …

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

(за год до защиты), которая в диссертации составит часть введения, а в автореферате будет самостоятельным разделом.

Актуальность. Люди не обладают знанием механизма реактивации меристем. Это знание даст возможность более детальное восстановление условий окружающей среды прошлого, для предсказания его в будущем, обоснование событий прошлого, понимании истории эволюции биосферы в целом.

Степень разработанности проблемы. Н сегодняшний момент мы точно знаем

Факты, установленные сейчас в моей области.

1) Существует положительная корреляция между температурой зимних месяцев и годичным приростом в областях, где зима имеет продолжительный период с температурой ниже нуля.

2) Активация камбий (первые деления) идут за счет углерода, полученного в прошлом году, то есть до обеспечения сахарозой в процессе фотосинтеза.

3) Температура является основным или самым сильным фактором, влияющим на время активации камбиальной ткани.

a. 3а) Активация камбия каждый год происходит в разное время.

b. 3б) Активация происходит тем раньше, чем теплее предшествующие дни, чем выше (эффект накопления) средняя температура, то есть в камбии как бы "накапливаются" температуры зимы и весны, то есть предшествующего периода, активация имеет накопительный и пороговый характер.

4) Чем холоднее зима, тем интенсивнее происходит гидролиз крахмала в клетках на растворимые сахара, чем теплее зима/весна тем меньше концентрация растворимых сахаров в цитозоле клетки, параллельно с уменьшением концентрации крахмала увеличивается морозоустойчивость клеток.

5) Годовой цикл камбия делится на 3 части ­ фазу спячки (камбий не может быть активирован, ничем, никак), фаза отдыха (камбий может быть активирован при благоприятных условиях, в этой стадии камбий восприимчив к внешним факторам, которые могут либо приблизить реактивацию (тепло), или отдалить (холод)), активная фаза (начинается с реактивации, и продолжается ростом растения в ширину посредством деления, дифференцировки, созревания клеток).

Рис. 1 . Предположительная схема действия температуры на активность камбия.

Температура – один из параметров окружающей среды, по (чьим?) представлениям – главный фактор изменения активности камбия древесного растения.

Температура (тепло) что бы подойти к клетке камбия должно пройти сквозь кору – данные по термодинамическим характеристикам живой коры пока что мной не обнаружены, либо не применимы для решения моих задач.

Специфический рецептор в клетках камбия до сих пор не найден, работы по его поискам мной не обнаружено. Имеется информация о мембранных детекторах у бактерий, с очень простым принципом работы (сжатие мембраны).

В клетке происходят энерго-затратные процессы под действием температуры - понижении либо повышении, это наталкивает на мысль, что в клетке с приходом зимы метаболизм не прекращается, а продолжается, и чувствует внешние условия (изменение активности ферментов, синтез ферментов, гликолиз м.б.), изменяется направление экспрессии.

Изменение содержимого клетки — это итог работы ферментов, и более того работы генетического аппарата. Именно эти итоги работы фиксируются исследователи – концентрации сахаров, иных веществ. Однако такой подход за 70 лет работы не дал существенных результатов в понимании работы камбия.

Результатом всего вышесказанного является сохранение способности жить клетки меристемы. и это прекрасно, и очень красиво.

Рис.2. На рисунке слева представлены изменения в клетке камбия, фиксируемые различными исследователями, справа представлены гипотезы (чьи?) зачем клетка это делает.

Цель: Получить динамику свободной воды в клетке камбия, в процессе перехода от состояния покоя в активное.

Задачи:

1) Провести отбор образцов камбиальной меристемы через каждые 5 дней от февраля до апреля, с фиксацией температуры в момент отбора для гистологичекого анализа и анализа ЯМР

2) Провести измерения доли свободной и связанной воды каждого образца в процессе реактивации.

Научная новизна. Результат этого эксперимента ответит на вопрос является ли количество и качество воды в клетке, показателем готовности камбия к активной жизнедеятельности. Зачем происходит столь мощная перестройка углеводов?

***Если в результате будет монотонное увеличение свободной воды до реактивации (о том,что наступила реактивация мы узнаем из поперечного среза камбиальной зоны) с последующим выходом на плато, будет известна еще одна биологическая мера - мера свободной воды в клетке, необходимое и достаточное для активного метаболизма (деления, например). Это значение должно совпасть по температуре с максимумом содержания крахмала. А также с гистологическим анализом – начала первых делений.

***Если количество свободной воды не будет меняться вообще, то это будет значить, что в нашей клетке есть образование свободной воды, и тогда гидролиз крахмала – это пусть связывания новой, недавно образовавшейся воды, в каком –то из процессов – например, гликолиз, либо динамика глюкозы вообще не влияет на воду, что само по себе странно.

***Если изменение свободной воды до реактивации не меняется, а после растет до определенного предела (восстановление тургора клетки), то это означает, что свободная вода расходуется в процессе реактивации на нужды клетки, а после – накапливается (этот вариант еще нужно обдумывать).

Основные положения, которые планирую доказать в работе и выносить на защиту

1) Количество свободной воды в камбиальной меристеме является главным показателем стадии перехода от не активного состояния в активное.

Апробация работы. Планирую опубликовать работу в журнале Tree. Где доложить?

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

В главе 1 «Введение» рассмотрены работ и подходы изучения сезонной активности камбия.

В главе 2 «Материалы и методы» Описание отбора образцов, условия отбора, метода ЯМР

В главе 3 «результаты и обсуждения» проверка гипотезы, интерпретация результатов, выводы

В главе 4 Благодарности, источники

В заключение приведены выводы, состоящие из (пока предполагаю такие – формулировка предварительная)

В списке литературы всего 300 источников (будет)

Литература («достал» ПИ, но сейчас понял, что без списка «ни туды и не сюды»)

Цитоскелет

1. Parker J. Seasonal changes in the physical nature of the bark phloem parenchyma cells ofPinus strobus //Protoplasma. – 1960. – Т. 52. – №. 2. – С. 223-229.

2. Prislan P. et al. Review of cellular and subcellular changes in the cambium //IAWA Journal. – 2013. – Т. 34. – №. 4. – С. 391-407.

3. Krtková J. et al. Hsp90 binds microtubules and is involved in the reorganization of the microtubular network in angiosperms //Journal of plant physiology. – 2012. – Т. 169. – №. 14. – С. 1329-1339.

4. Shevchenko G. V., Kalinina Y. M., Kordyum E. L. Interrelation between microtubules and microfilaments in the elongation zone of Arabidopsis root under clinorotation //Advances in Space Research. – 2007. – Т. 39. – №. 7. – С. 1171-1175.

5. Mathur J., Hülskamp M. Microtubules and microfilaments in cell morphogenesis in higher plants //Current Biology. – 2002. – Т. 12. – №. 19. – С. R669-R676.

6. Dixit R. Plant cytoskeleton: DELLA connects gibberellins to microtubules //Current Biology. – 2013. – Т. 23. – №. 11. – С. R479-R481.

7. Wasteneys G. O. Progress in understanding the role of microtubules in plant cells //Current opinion in plant biology. – 2004. – Т. 7. – №. 6. – С. 651-660.

8. Zhang C., Raikhel N. V., Hicks G. R. CLASPing Microtubules and Auxin Transport //Developmental cell. – 2013. – Т. 24. – №. 6. – С. 569-571.

9. Kost B., Mathur J., Chua N. H. Cytoskeleton in plant development //Current opinion in plant biology. – 1999. – Т. 2. – №. 6. – С. 462-470.

10. Drøbak B. K., Franklin‐Tong V. E., Staiger C. J. The role of the actin cytoskeleton in plant cell signaling //New phytologist. – 2004. – Т. 163. – №. 1. – С. 13-30.

11. Begum S. et al. Cold stability of microtubules in wood-forming tissues of conifers during seasons of active and dormant cambium //Planta. – 2012. – Т. 235. – №. 1. – С. 165-179. !!!!!

12. Mershin A. et al. Tubulin dipole moment, dielectric constant and quantum behavior: computer simulations, experimental results and suggestions //Biosystems. – 2004. – Т. 77. – №. 1. – С. 73-85.

13. Kost B., Mathur J., Chua N. H. Cytoskeleton in plant development //Current opinion in plant biology. – 1999. – Т. 2. – №. 6. – С. 462-470.

14. Desai A., Mitchison T. J. Microtubule polymerization dynamics //Annual review of cell and developmental biology. – 1997. – Т. 13. – №. 1. – С. 83-117. !!!!

15. Dumontet C., Sikic B. I. Mechanisms of action of and resistance to antitubulin agents: microtubule dynamics, drug transport, and cell death //Journal of Clinical Oncology. – 1999. – Т. 17. – №. 3. – С. 1061-1061.

Сахара

16. Zwiazek J. J. et al. Biochemical and biophysical changes in relation to cold hardiness //Conifer cold hardiness. – Springer Netherlands, 2001. – С. 165-186.

17. South D. B. Freeze injury to roots of southern pine seedlings in the USA //Southern Hemisphere Forestry Journal. – 2007. – Т. 69. – №. 3. – С. 151-156.

18. Lindström A. Freezing temperatures in the root zone—effects on growth of containerized Pinus sylvestris and Picea abies seedlings //Scandinavian Journal of Forest Research. – 1986. – Т. 1. – №. 1-4. – С. 371-377.

19. Sakai A. et al. Frost survival of plants. Responses and adaptation to freezing stress. – Springer-Verlag, 1987.

20. Schaberg P. G. et al. Cold tolerance and photosystem function in a montane red spruce population: physiological relationships with foliar carbohydrates //Journal of Sustainable Forestry. – 1999. – Т. 10. – №. 1-2. – С. 173-180.

21. Alberdi M. et al. Seasonal changes in carbohydrate content and frost resistance of leaves of Nothofagus species //Phytochemistry. – 1989. – Т. 28. – №. 3. – С. 759-763.

22. Strimbeck G. R. et al. Dynamics of low-temperature acclimation in temperate and boreal conifer foliage in a mild winter climate //Tree physiology. – 2008. – Т. 28. – №. 9. – С. 1365-1374.

23. Piispanen R., Saranpää P. Variation of non-structural carbohydrates in silver birch (Betula pendula Roth) wood //Trees. – 2001. – Т. 15. – №. 7. – С. 444-451.

24. Elle D., Sauter J. J. Seasonal changes of activity of a starch granule bound endoamylase and of a starch phosphorylase in poplar wood (Populus× canadensis Moench‹ robusta›) and their possible regulation by temperature and phytohormones //Journal of plant physiology. – 2000. – Т. 156. – №. 5. – С. 731-740.

25. Marafon A. C. et al. Chilling privation during dormancy period and carbohydrate mobilization in Japanese pear trees //Scientia Agricola. – 2011. – Т. 68. – №. 4. – С. 462-468.

26. Sauter J. J., Van Cleve B. Biochemical and ultrastructural results during starch-sugar-conversion in ray parenchyma cells of Populus during cold adaptation //Journal of Plant Physiology. – 1991. – Т. 139. – №. 1. – С. 19-26.

27. Sauter J. J., Wisniewski M., Witt W. Interrelationships between ultrastructure, sugar levels, and frost hardiness of ray parenchyma cells during frost acclimation and deacclimation in poplar (Populus× canadensis Moench‹ robusta›) wood //Journal of Plant Physiology. – 1996. – Т. 149. – №. 3. – С. 451-461.

28. Sauter J. J. Seasonal changes in the efflux of sugars from parenchyma cells into the apoplast in poplar stems (Populus× canademis “robusta”) //Trees. – 1988. – Т. 2. – №. 4. – С. 242-249.

29. Sauter J. J., van Cleve B. Storage, mobilization and interrelations of starch, sugars, protein and fat in the ray storage tissue of poplar trees //Trees. – 1994. – Т. 8. – №. 6. – С. 297-304.

30. Sauter J. J. Temperature-induced changes in starch and sugars in the stem of Populus× canadensis «robusta» //Journal of plant physiology. – 1988. – Т. 132. – №. 5. – С. 608-612.

31. Smith A. M., Denyer K., Martin C. The synthesis of the starch granule //Annual review of plant biology. – 1997. – Т. 48. – №. 1. – С. 67-87.

32. Von Fircks Y., Sennerby-Forsse L. Seasonal fluctuations of starch in root and stem tissues of coppiced Salix viminalis plants grown under two nitrogen regimes //Tree physiology. – 1998. – Т. 18. – №. 4. – С. 243-249.

33. Von Fircks Y., Sennerby-Forsse L. Seasonal fluctuations of starch in root and stem tissues of coppiced Salix viminalis plants grown under two nitrogen regimes //Tree physiology. – 1998. – Т. 18. – №. 4. – С. 243-249.

34. Scartazza A. et al. Seasonal and inter-annual dynamics of growth, non-structural carbohydrates and C stable isotopes in a Mediterranean beech forest //Tree physiology. – 2013. – Т. 33. – №. 7. – С. 730-742.

35. Buléon A. et al. Starch granules: structure and biosynthesis //International journal of biological macromolecules. – 1998. – Т. 23. – №. 2. – С. 85-112.

36. Druart N. et al. Environmental and hormonal regulation of the activity–dormancy cycle in the cambial meristem involves stage‐specific modulation of transcriptional and metabolic networks //The Plant Journal. – 2007. – Т. 50. – №. 4. – С. 557-573.

37. Guy C. et al. Metabolomics of temperature stress //Physiologia Plantarum. – 2008. – Т. 132. – №. 2. – С. 220-235.

38. Witt W., Sauter J. J. Partial purification of amylases and starch phosphorylases from poplar wood //Journal of plant physiology. – 1995. – Т. 146. – №. 1. – С. 15-21.

39. Zeeman S. C. et al. Starch synthesis in Arabidopsis. Granule synthesis, composition, and structure //Plant physiology. – 2002. – Т. 129. – №. 2. – С. 516-529.

40. Sakr S. et al. Plasma membrane aquaporins are involved in winter embolism recovery in walnut tree //Plant Physiology. – 2003. – Т. 133. – №. 2. – С. 630-641.

41. Hansen J., Beck E. Seasonal changes in the utilization and turnover of assimilation products in 8-year-old Scots pine (Pinus sylvestris L.) trees //Trees. – 1994. – Т. 8. – №. 4. – С. 172-182.

42. James M. G., Denyer K., Myers A. M. Starch synthesis in the cereal endosperm //Current opinion in plant biology. – 2003. – Т. 6. – №. 3. – С. 215-222.

43. Nguyen P. V. et al. Late-season changes in allocation of starch and sugar to shoots, coarse roots, and fine roots in two hybrid poplar clones //Tree Physiology. – 1990. – Т. 7. – №. 1-2-3-4. – С. 95-105.

44. Chow P. S., Landhäusser S. M. A method for routine measurements of total sugar and starch content in woody plant tissues //Tree Physiology. – 2004. – Т. 24. – №. 10. – С. 1129-1136.

45. Deslauriers A. et al. Intra-annual cambial activity and carbon availability in stem of poplar //Tree Physiology. – 2009. – Т. 29. – №. 10. – С. 1223-1235.

46. Uthumporn U., Shariffa Y. N., Karim A. A. Hydrolysis of native and heat-treated starches at sub-gelatinization temperature using granular starch hydrolyzing enzyme //Applied biochemistry and biotechnology. – 2012. – Т. 166. – №. 5. – С. 1167-1182.

47. Muller R. A mathematical model of the formation of fermentable sugars from starch hydrolysis during high-temperature mashing //Enzyme and microbial technology. – 2000. – Т. 27. – №. 3. – С. 337-344.

48. Torto N. et al. Monitoring of enzymatic hydrolysis of starch by microdialysis sampling coupled on‐line to anion exchange chromatography and integrated pulsed electrochemical detection using post‐column switching //Biotechnology and bioengineering. – 1997. – Т. 56. – №. 5. – С. 546-554.

49. Marchal L. M. et al. The effect of process conditions on the α‐amylolytic hydrolysis of amylopectin potato starch: An experimental design approach //Biotechnology and bioengineering. – 1999. – Т. 62. – №. 3. – С. 348-357.

50. Paolucci‐Jeanjean D. et al. Kinetics of cassava starch hydrolysis with Termamyl® enzyme //Biotechnology and bioengineering. – 2000. – Т. 68. – №. 1. – С. 71-77.

51. Chang S. Y., Delwiche S. R., Wang N. S. Hydrolysis of wheat starch and its effect on the Falling Number procedure: Mathematical model //Biotechnology and bioengineering. – 2002. – Т. 79. – №. 7. – С. 768-775.

52. Jiang H. et al. Characterization of maize amylose-extender (ae) mutant starches: Part II. Structures and properties of starch residues remaining after enzymatic hydrolysis at boiling-water temperature //Carbohydrate Polymers. – 2010. – Т. 80. – №. 1. – С. 1-12.

53. Ramesh M. V., Lonsane B. K. End product profiles of starch hydrolysis by bacterial alpha-amylases at different temperature and pH values //Biotechnology letters. – 1989. – Т. 11. – №. 9. – С. 649-652.

54. Nebesny E., Rosicka J., Tkaczyk M. Effect of Enzymatic Hydrolysis of Wheat Starch on Amylose‐Lipid Complexes Stability //Starch-Starke. – 2002. – №. 54. – С. 603-608.

55. Nebesny E., Rosicka J., Pierzgalski T. Enzymatic hydrolysis of wheat starch into glucose //Starch‐Stärke. – 1998. – Т. 50. – №. 8. – С. 337-341.

56. Sherman H. C., Caldwell M. L., Adams M. ESTABLISHMENT OF THE OPTIMAL HYDROGEN-ION ACTIVITIES FOR THE ENZYMIC HYDROLYSIS OF STARCH BY PANCREATIC AND MALT AMYLASES UNDER VARIED CONDITIONS OF TIME AND TEMPERATURE1 //Journal of the American Chemical Society. – 1927. – Т. 49. – №. 8. – С. 2000-2005.

57. Uthumporn U., Zaidul I. S. M., Karim A. A. Hydrolysis of granular starch at sub-gelatinization temperature using a mixture of amylolytic enzymes //Food and Bioproducts Processing. – 2010. – Т. 88. – №. 1. – С. 47-54.

58. Chen J. P., Sun Y. M., Chu D. H. Immobilization of α‐Amylase to a Composite Temperature‐Sensitive Membrane for Starch Hydrolysis //Biotechnology progress. – 1998. – Т. 14. – №. 3. – С. 473-478.

59. Li J., Vasanthan T., Bressler D. C. Improved cold starch hydrolysis with urea addition and heat treatment at subgelatinization temperature //Carbohydrate Polymers. – 2012. – Т. 87. – №. 2. – С. 1649-1656.

60. Park S. J., Kim B. K., Jeong H. M. Morphological, thermal and rheological properties of the blends polypropylene/nylon-6, polypropylene/nylon-6/(maleic anhydride-g-polypropylene) and (maleic anhydride-g-polypropylene)/nylon-6 //European polymer journal. – 1990. – Т. 26. – №. 2. – С. 131-136.

61. Singh N., Singh J., Singh Sodhi N. Morphological, thermal, rheological and noodle‐making properties of potato and corn starch //Journal of the Science of Food and Agriculture. – 2002. – Т. 82. – №. 12. – С. 1376-1383.

62. Zeeman S. C. et al. Starch synthesis in Arabidopsis. Granule synthesis, composition, and structure //Plant physiology. – 2002. – Т. 129. – №. 2. – С. 516-529.

63. Marvin J. W., Morselli M., Mathes M. C. Rapid low temperature hydrolysis of starch to sugars in maple stems and in maple tissue cultures //Cryobiology. – 1971. – Т. 8. – №. 4. – С. 339-344. !!!!!

64. Apar D. K., Özbek B. α-Amylase inactivation by temperature during starch hydrolysis //Process Biochemistry. – 2004. – Т. 39. – №. 9. – С. 1137-1144.

65. Copeland L. et al. Form and functionality of starch //Food hydrocolloids. – 2009. – Т. 23. – №. 6. – С. 1527-1534.

66. Van der Sman R. G. M., Meinders M. B. J. Prediction of the state diagram of starch water mixtures using the Flory–Huggins free volume theory //Soft Matter. – 2011. – Т. 7. – №. 2. – С. 429-442.

67. Singh N. et al. Morphological, thermal and rheological properties of starches from different botanical sources //Food Chemistry. – 2003. – Т. 81. – №. 2. – С. 219-231.

68. Ohtsuka A., Watanabe T., Suzuki T. Gel structure and water diffusion phenomena in starch gels studied by pulsed field gradient stimulated echo NMR //Carbohydrate polymers. – 1994. – Т. 25. – №. 2. – С. 95-100.

69. Hoover R., Hadziyev D. Characterization of potato starch and its monoglyceride complexes //Starch‐Stärke. – 1981. – Т. 33. – №. 9. – С. 290-300.

70. Bircan C., Barringer S. A. Salt‐Starch Interactions as Evidenced by Viscosity and Dielectric Property Measurements //Journal of Food Science. – 1998. – Т. 63. – №. 6. – С. 983-986.

71. De Vasconcelos C. L. et al. Viscosity–temperature–concentration relationship for starch–DMSO–water solutions //Carbohydrate polymers. – 2000. – Т. 41. – №. 2. – С. 181-184.

Cambial activity

72. Begum S. et al. Regulation of cambial activity in relation to environmental conditions: understanding the role of temperature in wood formation of trees //Physiologia plantarum. – 2013. – Т. 147. – №. 1. – С. 46-54.!!!!

73. Prislan P. et al. Review of cellular and subcellular changes in the cambium //IAWA Journal. – 2013. – Т. 34. – №. 4. – С. 391-407.!!!!!

74. Callado C. H. et al. Cambial growth periodicity studies of South American woody species–A review //IAWA Journal. – 2013. – Т. 34. – №. 3. – С. 213-230.

75. Begum S. et al. Regulation of cambial activity in relation to environmental conditions: understanding the role of temperature in wood formation of trees //Physiologia plantarum. – 2013. – Т. 147. – №. 1. – С. 46-54.

76. Simard S. et al. Intra-annual dynamics of non-structural carbohydrates in the cambium of mature conifer trees reflects radial growth demands //Tree physiology. – 2013. – Т. 33. – №. 9. – С. 913-923.

77. Kudo K. et al. The effects of localized heating and disbudding on cambial reactivation and formation of earlywood vessels in seedlings of the deciduous ring-porous hardwood, Quercus serrata //Annals of botany. – 2014. – Т. 113. – №. 6. – С. 1021-1027.

78. Rossi S. et al. Critical temperatures for xylogenesis in conifers of cold climates //Global Ecology and Biogeography. – 2008. – Т. 17. – №. 6. – С. 696-707.

79. Von Fircks Y., Sennerby-Forsse L. Seasonal fluctuations of starch in root and stem tissues of coppiced Salix viminalis plants grown under two nitrogen regimes //Tree physiology. – 1998. – Т. 18. – №. 4. – С. 243-249.

80. Angelcheva L. et al. Metabolomic analysis of extreme freezing tolerance in Siberian spruce (Picea obovata) //New Phytologist. – 2014. – Т. 204. – №. 3. – С. 545-555.!!!!!

Иное

81. Piispanen R., Saranpää P. Variation of non-structural carbohydrates in silver birch (Betula pendula Roth) wood //Trees. – 2001. – Т. 15. – №. 7. – С. 444-451.

82. Fischer C., Höll W. Food reserves of Scots pine (Pinus sylvestris L.) //Trees. – 1991. – Т. – №. 4. – С. 187-195.

83. Fischer C., Höll W. Food reserves of Scots pine (Pinus sylvestris L.) //Trees. – 1992. – Т.– №. 3. – С. 147-155.

84. Chen T. et al. Seasonal changes in non-structural carbohydrates and sucrose metabolism enzymes in two Sabina species //Acta Physiologiae Plantarum. – 2012. – Т. 34. – №. 1. – С. 173-180.

85. Sauter J. J., Van Cleve B. Biochemical and ultrastructural results during starch-sugar-conversion in ray parenchyma cells of Populus during cold adaptation //Journal of Plant Physiology. – 1991. – Т. 139. – №. 1. – С. 19-26.

86. Sauter J. J., Wisniewski M., Witt W. Interrelationships between ultrastructure, sugar levels, and frost hardiness of ray parenchyma cells during frost acclimation and deacclimation in poplar (Populus× canadensis Moench‹ robusta›) wood //Journal of Plant Physiology. – 1996. – Т. 149. – №. 3. – С. 451-461.

87. Orthen B., Wehrmeyer A. Seasonal dynamics of non‐structural carbohydrates in bulbs and shoots of the geophyte Galanthus nivalis //Physiologia plantarum. – 2004. – Т. 120. – №. 4. – С. 529-536.

88. Sauter J. J., van Cleve B. Storage, mobilization and interrelations of starch, sugars, protein and fat in the ray storage tissue of poplar trees //Trees. – 1994. – Т. 8. – №. 6. – С. 297-304.

89. Smith A. M., Denyer K., Martin C. The synthesis of the starch granule //Annual review of plant biology. – 1997. – Т. 48. – №. 1. – С. 67-87.

90. Oberhuber W. et al. Temporal dynamics of nonstructural carbohydrates and xylem growth in Pinus sylvestris exposed to drought //Canadian Journal of Forest Research. – 2011. – Т. 41. – №. 8. – С. 1590-1597.

91. Jacquet J. S. et al. Combined effects of defoliation and water stress on pine growth and non-structural carbohydrates //Tree physiology. – 2014. – Т. 34. – №. 4. – С. 367-376.

92. Simard S. et al. Intra-annual dynamics of non-structural carbohydrates in the cambium of mature conifer trees reflects radial growth demands //Tree physiology. – 2013. – Т. 33. – №. 9. – С. 913-923.

93. Gruber A., Pirkebner D., Oberhuber W. Seasonal dynamics of mobile carbohydrate pools in phloem and xylem of two alpine timberline conifers //Tree physiology. – 2013. – Т. 33. – №. 10. – С. 1076-1083.

94. Balducci L. et al. Effects of temperature and water deficit on cambial activity and woody ring features in Picea mariana saplings //Tree physiology. – 2013. – Т. 33. – №. 10. – С. 1006-1017.

95. Michelot A. et al. Comparing the intra-annual wood formation of three European species (Fagus sylvatica, Quercus petraea and Pinus sylvestris) as related to leaf phenology and non-structural carbohydrate dynamics //Tree physiology. – 2012. – Т. 32. – №. 8. – С. 1033-1045.

96. Palacio S. et al. Browsing affects intra-ring carbon allocation in species with contrasting wood anatomy //Tree physiology. – 2011. – Т. 31. – №. 2. – С. 150-159.

97. Deslauriers A. et al. Intra-annual cambial activity and carbon availability in stem of poplar //Tree Physiology. – 2009. – Т. 29. – №. 10. – С. 1223-1235.

98. Rinne K. T. et al. Evaluation of a liquid chromatography method for compound‐specific δ13C analysis of plant carbohydrates in alkaline media //Rapid Communications in Mass Spectrometry. – 2012. – Т. 26. – №. 18. – С. 2173-2185.

99. Clutter M. E. (ed.). Dormancy and developmental arrest: experimental analysis in plants and animals. – Elsevier, 2013.

100. Booker K. S. et al. Glucose attenuation of auxin-mediated bimodality in lateral root formation is partly coupled by the heterotrimeric G protein complex //PLoS One. – 2010. – Т. 5. – №. 9. – С. e12833.

101. Payyavula R. S. et al. The sucrose transporter family in Populus: the importance of a tonoplast PtaSUT4 to biomass and carbon partitioning //The Plant Journal. – 2011. – Т. 65. – №. 5. – С. 757-770.

102. Chen X. et al. A simple method suitable to study de novo root organogenesis //Frontiers in plant science. – 2014. – Т. 5.

103. da Costa C. T. et al. When stress and development go hand in hand: main hormonal controls of adventitious rooting in cuttings //Frontiers in plant science. – 2013. – Т. 4.

104. Luštinec J. et al. Multiple, concentration-dependent effects of sucrose, auxins and cytokinins in explant cultures of kale and tobacco //Acta Physiologiae Plantarum. – 2014. – Т. 36. – №. 8. – С. 1981-1991.

105. Baïer M. et al. Pectin changes in samples containing poplar cambium and inner bark in relation to the seasonal cycle //Planta. – 1994. – Т. 193. – №. 3. – С. 446-454.

106. РОГОЖИН В. В., РОГОЖИНА Т. В. Физиолого-биохимические механизмы прорастания зерновок пшеницы //ВЕСТНИК АЛТАЙСКОГО ГОСУДАРСТВЕННОГО АГРАРНОГО УНИВЕРСИТЕТА. – 2011. – Т. 82. – №. 8.

107. Durand T. C. et al. Acute metal stress in Populus tremula× P. alba (717‐1B4 genotype): Leaf and cambial proteome changes induced by cadmium2+ //Proteomics. – 2010. – Т. 10. – №. 3. – С. 349-368.

108. Giovannelli A. et al. Sampling cambial region and mature xylem for non structural carbohydrates and starch analyses //Dendrochronologia. – 2011. – Т. 29. – №. 3. – С. 177-182.

109. Sarris D., Siegwolf R., Körner C. Inter-and intra-annual stable carbon and oxygen isotope signals in response to drought in Mediterranean pines //Agricultural and Forest Meteorology. – 2013. – Т. 168. – С. 59-68.

Теплоемкость коры

110. Gupta M., Yang J., Roy C. Specific heat and thermal conductivity of softwood bark and softwood char particles☆ //Fuel. – 2003. – Т. 82. – №. 8. – С. 919-927.

111. Elo A. et al. Stem cell function during plant vascular development //Seminars in cell & developmental biology. – Academic Press, 2009. – Т. 20. – №. 9. – С. 1097-1106.

112. Miyashima S. et al. Stem cell function during plant vascular development //The EMBO journal. – 2013. – Т. 32. – №. 2. – С. 178-193.

113. Suvorova A. I., Tjukova I. S., Trufanova E. I. Thermodynamic and diffusion properties of biodegradable systems based on starch and cellulose derivatives //Journal of environmental polymer degradation. – 1999. – Т. 7. – №. 1. – С. 35-40.

114. Kabo G. J. et al. Thermodynamic properties of starch and glucose //The Journal of Chemical Thermodynamics. – 2013. – Т. 59. – С. 87-93.

115. Sandhu K. S., Singh N. Some properties of corn starches II: Physicochemical, gelatinization, retrogradation, pasting and gel textural properties //Food Chemistry. – 2007. – Т. 101. – №. 4. – С. 1499-1507.

116. Wesolowski A., Adams M. A., Pfautsch S. Insulation capacity of three bark types of temperate Eucalyptus species //Forest Ecology and Management. – 2014. – Т. 313. – С. 224-232.

Идея

117. Strimbeck G. R., Kjellsen T. D. First frost: effects of single and repeated freezing events on acclimation in Picea abies and other boreal and temperate conifers //Forest ecology and management. – 2010. – Т. 259. – №. 8. – С. 1530-1535.!!!!

118. Shiryaeva L. et al. Pair-wise multicomparison and OPLS analyses of cold-acclimation phases in Siberian spruce //Metabolomics. – 2012. – Т. 8. – №. 1. – С. 123-130.

119. Pukacki P. M., Kamińska-Rożek E. Reactive species, antioxidants and cold tolerance during deacclimation of Picea abies populations //Acta Physiologiae Plantarum. – 2013. – Т. 35. – №. 1. – С. 129-138.

120. Dhuli P., Rohloff J., Strimbeck G. R. Metabolite changes in conifer buds and needles during forced bud break in Norway spruce (Picea abies) and European silver fir (Abies alba) //Frontiers in plant science. – 2014. – Т. 5.

121. Chang C. Y. et al. Sensitivity of cold acclimation to elevated autumn temperature in field-grown Pinus strobus seedlings //Frontiers in plant science. – 2015. – Т. 6.

122. Riikonen J. et al. Needle metabolome, freezing tolerance and gas exchange in Norway spruce seedlings exposed to elevated temperature and ozone concentration //Tree physiology. – 2012. – Т. 32. – №. 9. – С. 1102-1112.

Положительный отклик зимних температур

123. Martín-Benito D. et al. Growth response to climate and drought in Pinus nigra Arn. trees of different crown classes //Trees. – 2008. – Т. 22. – №. 3. – С. 363-373.

124. Piutti E., Cescatti A. A quantitative analysis of the interactions between climatic response and intraspecific competition in European beech //Canadian Journal of Forest Research. – 1997. – Т. 27. – №. 3. – С. 277-284.

125. Liang E. et al. Dendroclimatic evaluation of climate-growth relationships of Meyer spruce (Picea meyeri) on a sandy substrate in semi-arid grassland, north China //Trees. – 2001. – Т. 15. – №. 4. – С. 230-235.

126. Panayotov M. et al. Climate signal in tree-ring chronologies of Pinus peuce and Pinus heldreichii from the Pirin Mountains in Bulgaria //Trees. – 2010. – Т. 24. – №. 3. – С. 479-490.

127. Ogden J., Ahmed M. Climate response function analyses of kauri (Agathis australis) tree-ring chronologies in northern New Zealand //Journal of the Royal Society of New Zealand. – 1989. – Т. 19. – №. 2. – С. 205-221.

128. Wang X., Zhang Y., McRae D. J. Spatial and age-dependent tree-ring growth responses of Larix gmelinii to climate in northeastern China //Trees. – 2009. – Т. 23. – №. 4. – С. 875-885.

129. Lupi C. et al. Xylogenesis in black spruce: does soil temperature matter? //Tree physiology. – 2012. – Т. 32. – №. 1. – С. 74-82.

130. Delpierre N. et al. Temperate and boreal forest tree phenology: from organ-scale processes to terrestrial ecosystem models //Annals of Forest Science. – 2015. – С. 1-21.

131. Lavigne M. B., Little C. H. A., Riding R. T. Changes in stem respiration rate during cambial reactivation can be used to refine estimates of growth and maintenance respiration //New Phytologist. – 2004. – Т. 162. – №. 1. – С. 81-93.

132. Elo A. et al. Stem cell function during plant vascular development //Seminars in cell & developmental biology. – Academic Press, 2009. – Т. 20. – №. 9. – С. 1097-1106.

133. Johnsen Ø. et al. Daylength and temperature during seed production interactively affect adaptive performance of Picea abies progenies //New Phytologist. – 2005. – Т. 168. – №. 3. – С. 589-596.

134. Elo A. et al. Stem cell function during plant vascular development //Seminars in cell & developmental biology. – Academic Press, 2009. – Т. 20. – №. 9. – С. 1097-1106.

135. Oribe Y., Kubo T. Effect of heat on cambial reactivation during winter dormancy in evergreen and deciduous conifers //Tree Physiology. – 1997. – Т. 17. – №. 2. – С. 81-87.

136. Begum S. et al. Cold stability of microtubules in wood-forming tissues of conifers during seasons of active and dormant cambium //Planta. – 2012. – Т. 235. – №. 1. – С. 165-179.

137. Begum S. et al. Regulation of cambial activity in relation to environmental conditions: understanding the role of temperature in wood formation of trees //Physiologia plantarum. – 2013. – Т. 147. – №. 1. – С. 46-54.

138. Kudo K. et al. The effects of localized heating and disbudding on cambial reactivation and formation of earlywood vessels in seedlings of the deciduous ring-porous hardwood, Quercus serrata //Annals of botany. – 2014. – Т. 113. – №. 6. – С. 1021-1027.

139. Begum S. et al. A rapid decrease in temperature induces latewood formation in artificially reactivated cambium of conifer stems //Annals of botany. – 2012. – С. mcs149.

140. Begum S. et al. Changes in the localization and levels of starch and lipids in cambium and phloem during cambial reactivation by artificial heating of main stems of Cryptomeria japonica trees //Annals of botany. – 2010. – Т. 106. – №. 6. – С. 885-895.

141. Bansal S., Germino M. J. Temporal variation of nonstructural carbohydrates in montane conifers: similarities and differences among developmental stages, species and environmental conditions //Tree Physiology. – 2009. – С. tpn045.

142. Gričar J. et al. Regular cambial activity and xylem and phloem formation in locally heated and cooled stem portions of Norway spruce //Wood Science and Technology. – 2007. – Т. 41. – №. 6. – С. 463-475.

143. Begum S. et al. Induction of cambial reactivation by localized heating in a deciduous hardwood hybrid poplar (Populus sieboldii× P. grandidentata) //Annals of Botany. – 2007. – Т. 100. – №. 3. – С. 439-447.

144. GRIČAR J. et al. Effect of local heating and cooling on cambial activity and cell differentiation in the stem of Norway spruce (Picea abies) //Annals of Botany. – 2006. – Т. 97. – №. 6. – С. 943-951.

145. Rensing K. H., Samuels A. L. Cellular changes associated with rest and quiescence in winter-dormant vascular cambium of Pinus contorta //Trees. – 2004. – Т. 18. – №. 4. – С. 373-380.

146. Oribe Y., Funada R., Kubo T. Relationships between cambial activity, cell differentiation and the localization of starch in storage tissues around the cambium in locally heated stems of Abies sachalinensis (Schmidt) Masters //Trees. – 2003. – Т. 17. – №. 3. – С. 185-192.

147. Oribe Y., Kubo T. Effect of heat on cambial reactivation during winter dormancy in evergreen and deciduous conifers //Tree Physiology. – 1997. – Т. 17. – №. 2. – С. 81-87.

Анализ камбия

148. Giovannelli A. et al. Sampling cambial region and mature xylem for non structural carbohydrates and starch analyses //Dendrochronologia. – 2011. – Т. 29. – №. 3. – С. 177-182.

149. Chen T. et al. Seasonal changes in non-structural carbohydrates and sucrose metabolism enzymes in two Sabina species //Acta Physiologiae Plantarum. – 2012. – Т. 34. – №. 1. – С. 173-180.

150. Deslauriers A. et al. Intra-annual cambial activity and carbon availability in stem of poplar //Tree Physiology. – 2009. – Т. 29. – №. 10. – С. 1223-1235.

Мембраны

151. Лось Д. А. Восприятие стрессовых сигналов биологическими мембранами //Регуляторная и хаотичная динамика.-м. – 2007. – С. 329-360.

152. Mironov K. S. et al. Light-dependent cold-induced fatty acid unsaturation, changes in membrane fluidity, and alterations in gene expression in Synechocystis //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Bioenergetics. – 2012. – Т. 1817. – №. 8. – С. 1352-1359.

153. Sinetova M. A. et al. Identification and functional role of the carbonic anhydrase Cah3 in thylakoid membranes of pyrenoid of Chlamydomonas reinhardtii //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Bioenergetics. – 2012. – Т. 1817. – №. 8. – С. 1248-1255.

154. Ivanov A. G. et al. Genetic decrease in fatty acid unsaturation of phosphatidylglycerol increased photoinhibition of photosystem I at low temperature in tobacco leaves //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Bioenergetics. – 2012. – Т. 1817. – №. 8. – С. 1374-1379.

155. Los D. A., Murata N. Membrane fluidity and its roles in the perception of environmental signals //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. – 2004. – Т. 1666. – №. 1. – С. 142-157.

156. Зинченко, Владислав Владимирович, et al. "СОЗДАНИЕ КОЛЛЕКЦИЙ МУТАНТОВ ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ ГЕНЕТИЧЕСКОГО КОНТРОЛЯ АДАПТАЦИИ К СТРЕССОВЫМ ФАКТОРАМ У SYNECHOCYSTIS SP. PCC 6803." Экологическая генетика 6.3 (2008).

157. Allakhverdiev, Suleyman I., et al. "Heat stress: an overview of molecular responses in photosynthesis." Photosynthesis research 98.1-3 (2008): 541-550.

158. Lysenko, Eugene A., et al. "Do plant chloroplasts contain histidine kinases?."Acta Physiologiae Plantarum 34.3 (2012): 1153-1164.

159. Murata, Norio, and Dmitry A. Los. "Histidine kinase Hik33 is an important participant in cold‐signal transduction in cyanobacteria." Physiologia Plantarum126.1 (2006): 17-27.

160. Los, Dmitry A., Kirill S. Mironov, and Suleyman I. Allakhverdiev. "Regulatory role of membrane fluidity in gene expression and physiological functions."Photosynthesis research 116.2-3 (2013): 489-509.

161. Лось, Д. А. "Структура, регуляция экспрессии и функционирование десатураз жирных кислот." Успехи биологической химии 41 (2001): 163-198.

162. Los, Dmitry A., et al. "Stress sensors and signal transducers in cyanobacteria."Sensors 10.3 (2010): 2386-2415.

Иные пути воздействия температуры

163. Sangwan, Veena, and Rajinder S. Dhindsa. "In vivo and in vitro activation of temperature-responsive plant map kinases." FEBS letters 531.3 (2002): 561-564.

164. Monroy A. F., Labbé E., Dhindsa R. S. Low temperature perception in plants: effects of cold on protein phosphorylation in cell-free extracts //FEBS letters. – 1997. – Т. 410. – №. 2. – С. 206-209.

165. Rosell C. M., Yokoyama W., Shoemaker C. Rheology of different hydrocolloids–rice starch blends. Effect of successive heating–cooling cycles //Carbohydrate Polymers. – 2011. – Т. 84. – №. 1. – С. 373-382.

166. Hemming M. N., Trevaskis B. Make hay when the sun shines: the role of MADS-box genes in temperature-dependant seasonal flowering responses //Plant Science. – 2011. – Т. 180. – №. 3. – С. 447-453.

167. Zheng M. et al. Protein expression changes during cotton fiber elongation in response to low temperature stress //Journal of plant physiology. – 2012. – Т. 169. – №. 4. – С. 399-409.

168. Zheng M. et al. Protein expression changes during cotton fiber elongation in response to drought stress and recovery //Proteomics. – 2014. – Т. 14. – №. 15. – С. 1776-1795.

169. Nguyen H. T. et al. Low temperature stress in maize (Zea mays L.) induces genes involved in photosynthesis and signal transduction as studied by suppression subtractive hybridization //Plant Physiology and Biochemistry. – 2009. – Т. 47. – №. 2. – С. 116-122.

170. Yan X. et al. Research progress on electrical signals in higher plants //Progress in Natural Science. – 2009. – Т. 19. – №. 5. – С. 531-541.

171. Hua J. From freezing to scorching, transcriptional responses to temperature variations in plants //Current opinion in plant biology. – 2009. – Т. 12. – №. 5. – С. 568-573.

172. Eriksson M. E., Webb A. A. R. Plant cell responses to cold are all about timing //Current opinion in plant biology. – 2011. – Т. 14. – №. 6. – С. 731-737.

173. Morris D. A. The effect of temperature on the velocity of exogenous auxin transport in intact chilling-sensitive and chilling-resistant plants //Planta. – 1979. – Т. 146. – №. 5. – С. 603-605.

174. Penfield S. Temperature perception and signal transduction in plants //New Phytologist. – 2008. – Т. 179. – №. 3. – С. 615-628.

175. Rossi S. et al. Evidence of threshold temperatures for xylogenesis in conifers at high altitudes //Oecologia. – 2007. – Т. 152. – №. 1. – С. 1-12.

176. Смородинский Я. А. Температура. – Терра, 2008.

177. Куинн Т. Температура. – 1985.