Carboidratos - Absorção

1. PRINCÍPIOS BÁSICOS DA ABSORÇÃO GASTRINTESTINAL

A absorção refere-se ao movimento de produtos da digestão pela luz do trato gastrintestinal para a circulação através do epitélio intestinal e do endotélio dos capilares sanguíneos e linfáticos que o irrigam. Muitas são conduzidas pela circulação porta ao fígado, onde são armazenadas ou metabolizadas antes de entrarem na circulação sistêmica que as distribuem às células do organismo. Outras são transportadas diretamente para a circulação sistêmica (Guyton, 1989; Aires, 1999).

Os substratos absorvidos são essenciais para o funcionamento bioquímico intracelular e síntese de ATP. Assim, a função absortiva é de importância vital na manutenção da homeostase energética e hidroeletrolítica no organismo (Aires, 1999).

Mecanismos de transporte através da membrana celular

Ø Revisando sobre a membrana celular

Os produtos da digestão são absorvidos do lúmen intestinal por duas vias diferentes: transcelular e intercelular. Primeira, os nutrientes podem passar completamente através dos enterócitos, adentrando a membrana apical e saindo através da membrana basolateral nos espaços laterais; isto se denomina absorção transcelular. Alternativamente, os nutrientes podem mover-se através das junções firmes diretamente nos espaços laterais, o que é conhecido como absorção paracelular. A absorção transcelular e a paracelular operam de forma complementar, de modo a produzir um processo absortivo eficiente (Cunningham, 1993).

A)

B)

Figura. Absorção transcelular e paracelular. (A) As substâncias se movimentam do lúmen intestinal para o capilar ou por absorção transcelular (através do enterócito) ou paracelular (através das junções firmes). (B) O lúmen intestinal, os enterócitos e os espaços laterais formam três reservatórios separados que podem conter nutrientes em diferentes concentrações. Notar que os nutrientes se movem para os capilares a partir dos espaços laterais e que o transporte reverso (do capilar para o lúmen intestinal) é possível para algumas substâncias (Cunningham, 1993).

Cada célula é rodeada por uma membrana celular (também conhecida como membrana plasmética ou plasmalema) que funciona em (Gartner & Hiatt, 1999):

a) Manutenção da integridade da estrutura da célula;

b) Controle da movimentação de substâncias para dentro e para fora da célula (permeabilidade seletiva);

c) Regulação das interações célula-célula;

d) Reconhecimento, através de receptores, antígenos, células estranhas, bem como células alteradas;

e) Atuação como interface entre o citoplasma e o meio externo;

f) Estabelecimento de sistemas de transporte para moléculas específicas;

g) Transdução de sinais extracelulares físicos e/ou químicos em eventos intracelulares.

Figura . Representação esquemática tridimensional do modelo do mosaico fluido da membrana (Gartner & Hiatt, 1999).

Para analisar a constituição molecular da membrana celular dividimos em dois folhetos: o folheto interno, que a densa linha interna (citoplasmática), e o folheto externo, que é a densa linha externa. Os dois folhetos, compostos por uma bicamada lipídica na qual as proteínas estão suspensas, constituem a estrutura básica de todas as membranas da célula. Cada molécula de fosfolipídio da bicamada lipídica é formada de uma cabeça polar (hidrofílica), localizada na superfície da membrana, e duas caudas longas não polares (hidrofóbica), de ácidos graxos, que se projetam para o centro do plasmalema. As regiões não polares das duas camadas estão voltadas uma para a outra no interior da membrana e formam fracas pontes não covalentes uma com a outra, mantendo a bicamada unida (Gartner & Hiatt, 1999).

Normalmente, uma cobertura floculada, chamada revestimento celular ou glicocálix, é encontrado na membrana celular. Este revestimento é, normalmente, constituído de cadeias de carboidratos que estabelecem ligações covalentes com as proteínas transmembrana e/ou com as moléculas de fosfolipídios do folheto externo. A função mais importante do glicocálix é proteger a célula de interagir com proteínas inadequadas, de dano químico, e de dano físico. Outras funções do revestimento celular incluem o reconhecimento e a adesão célula-célula, como ocorre entre as células endoteliais e os neutrófilos, na coagulação sanguínea, e nas respostas inflamatórias (Gartner & Hiatt, 1999).

Os componentes protéicos do plasmalema tanto podem atravessar completamente a bicamada lipídica como proteínas integrais quanto ficar ligados ao lado citoplasmático da bicamada lipídica como proteínas periféricas. Em razão de a maioria das proteínas passar através da espessura da membrana, elas são denominadas, também proteínas transmembrana. Freqüentemente, as proteínas transmembrana formam canais de íons e moléculas específicos através da membrana celular (Gartner & Hiatt, 1999).

Em razão de as mesmas proteínas integrais de membrana terem a capacidade de flutuar como icebergs no mar de fosfolipídios, este modelo de estrutura é denominado modelo do mosaico fluido. Entretanto, as proteínas integrais, freqüentemente, possuem apenas uma mobilidade limitada, especialmente nas células polarizadas, nas quais regiões determinadas da célula desempenham funções especializadas (Gartner & Hiatt, 1999).

Muitas destas proteínas são longas e pregueadas de modo que fazem muitas passagens através da membrana e, por isso, são conhecidas como proteínas carreadoras. Freqüentemente, os lados citoplasmáticos e extracitoplasmáticos destas proteínas possuem sítios receptores que são específicos para determinadas moléculas sinalizadoras. Uma vez que estas moléculas são reconhecidas nestes sítios receptores, as proteínas integrais podem alterar sua conformação e desempenhar uma função específica (Gartner & Hiatt, 1999).

Normalmente, as proteínas periféricas não formam ligações covalentes nem com as proteínas integrais nem com os componentes fosfolipídicos da membrana celular. Embora elas estejam geralmente localizadas no lado citoplasmático da membrana celular, ocasionalmente podem estar na superfície extracelular. Estas proteínas podem formar pontes tanto com as moléculas de fosfolipídios quanto com as proteínas transmembrana. Freqüentemente, elas estão associadas com o sistema de mensagem secundário da célula ou com o citoesqueleto (Gartner & Hiatt, 1999).

Embora os componentes hidrofóbicos da membrana plasmática limitem o movimento das moléculas polares através dela, a presença e as atividades das proteínas transmembrana especializadas facilitam a transferência destas moléculas hidrofílicas através desta barreira. Estas proteínas transmembrana e estes complexos de proteína formam proteínas canal e proteínas carreadoras, que estão relacionadas especialmente com a transferência de íons e pequenas moléculas através da membrana plasmática. Um íon ou uma molécula que atravessa a membrana não forma uma ligação com as proteínas canal, assim como não se liga às proteínas carreadoras (Gartner & Hiatt, 1999).

Poucas moléculas não-polares (por exemplo, benzeno, O2, N2) e moléculas polares carregadas (por exemplo, H2O, glicerol) podem se mover através da membrana celular por difusão simples, segundo seus gradientes de concentração. Entretanto, mesmo quando levados por um gradiente de concentração, o movimento de muitos íons e pequenas moléculas através da membrana requer a ajuda de proteínas transportadoras da membrana, tanto as proteínas canal quanto as proteínas carreadoras. Este processo é chamado difusão facilitada. Em razão de os dois tipos de difusão ocorrerem sem nenhum gasto de energia, a não ser a inerente ao gradiente de concentração, eles representam o transporte passivo. Despendendo energia, as células podem transportar íons e pequenas moléculas contra seus gradientes de concentração. Somente as proteínas carreadoras podem mediar tal transporte ativo, que necessita de energia (Gartner & Hiatt, 1999).

Proteínas Canal – As proteínas canal participam na formação de poros hidrofílicos, chamados canais iônicos, através do plasmalema. A fim de formar canais hidrofílicos, as proteínas se pregueiam de modo que os aminoácidos hidrofóbicos ficam posicionados na periferia, interagindo com as caudas de ácido graxo das moléculas de fosfolipídios da bicamada lipídica, e os aminoácidos hidrofílicos voltam-se para dentro, formando um revestimento polar interno para o canal. Dos mais de 100 tipos diferentes de canais iônicos, alguns são específicos para um íon em particular, enquanto outros permitem a passagem de muitos íons diferentes e moléculas pequenas e hidrossolúveis. Embora estes íons e pequenas moléculas sigam gradientes de concentração química ou eletroquímica para orientar a sua passagem, as células possuem métodos para prevenir que estas substâncias entrem nestes túneis hidrofílicos, por meio de portões controlados que bloqueiam sua abertura. Os canais, na maioria, são canais com portões; somente poucos são canais sem portões. Os canais com portões são classificados de acordo com o mecanismo de controle necessário para abrir o portão (Gartner & Hiatt, 1999).

Proteínas Carreadoras – As proteínas carreadoras são proteínas de múltiplo transporte através da membrana, que possuem sítios de ligação para íons e moléculas, que possuem sítios de ligação para íons e moléculas específicas em ambos os lados da bicamada lipídica. Quando um soluto se liga a um sítio de ligação, a proteína carreadora sofre modificações conformacionais reversíveis; à medida que a molécula é liberada do outro lado da membrana, a proteína carreadora retorna à sua conformação anterior. Como dito anteriormente, o transporte feito pelas proteínas carreadoras pode ser passivo, de acordo com um gradiente de concentração eletroquímico, ou ativo, contra o gradiente. O transporte pode ser uniporte, uma molécula isolada movendo-se em uma direção, ou acoplado, duas moléculas diferentes movendo-se na mesma direção (simporte) ou em direções opostas (antiporte). Os transportadores acoplados transportam os solutos tanto simultânea quanto seqüencialmente (Gartner & Hiatt, 1999).

Na prática o transporte ativo é realizado por carreadores e bombas e o transporte passivo é realizado por canais. Quando o íon é transportado por uma bomba, esse transporte gasta ATP diretamente e por isso chamamos o processo de transporte ativo primário. Por outro lado, o transporte de um íon em um carreador normalmente é feito em conjunto com prótons, e por isso é denominado co-transporte. Como esse próton foi transportado inicialmente pela H-ATPase, a qual gasta ATP para isso, dizemos que o co-transporte nos carreadores é um transporte ativo secundário. Com relação à direção do fluxo, o co-transporte pode ser simporte, quando o íon e próton caminham no mesmo sentido, ou antiporte, quando o íon e próton caminham em sentido inverso. A figura abaixo trás um resumo dos tipos de transporte e da atividade dos carreadores, canais e bombas. (www.ciagri.usp.br consultado em 23/09/20002)

Fig. Resumo dos tipos de transporte e da atividade dos carreadores, canais e bombas. (www.ciagri.usp.br consultado em 23/09/20002)

Ø Bomba de sódio de potássio

As diferenças de composição entre os líquidos intracelular e extracelular são muito importantes, para o desempenho adequado das funções celulares.

A Tabela 1 demonstra a comparação da composição eletrolítica dos principais líquidos orgânicos, o intravascular (plasma), o intersticial e o intracelular.

TABELA 1. Composição do plasma, líquido intersticial e líquido intracelular em relação aos seus cátions e anions.

Quando analisamos os solutos dos líquidos orgânicos, pela sua carga iônica, separando os cátions dos ânions, observamos o perfeito equilíbrio químico entre os diversos compartimentos. O plasma tem 154 mEq de cátions e 154 mEq de ânions. O mesmo equilíbrio entre cátions e ânions é demonstrado para os líquidos intersticial e intracelular.

O sódio é o cátion mais abundante no líquido extracelular; é fundamental na manutenção do equilíbrio hídrico. A perda de sódio causa redução da pressão osmótica do líquido extracelular, que resulta na migração de água para o interior das células. O aumento da concentração do sódio no líquido extracelular, ao contrário, aumenta a sua pressão osmótica e favorece o acúmulo de água no interior, produzindo edema. O sódio também é importante na produção do impulso para a condução cardíaca e para a contração muscular.

O potássio é o cátion intracelular mais importante, tem ação fundamental na condução do impulso elétrico e na contração muscular. O acúmulo excessivo de potássio no líquido extracelular (hiperpotassemia) pode causar redução da condução elétrica e da potência da contração miocárdica, levando à parada cardíaca em assistolia. Esse efeito do potássio é o princípio fundamental da sua utilização nas soluções cardioplégicas.

A célula mantém o seu diferencial de concentração por usar ATP para levar uma proteína carreadora antiporte acoplada, conhecida como bomba de sódio e potássio. O mecanismo especial chamado de bomba de sódio e potássio controla o fluxo de sódio e potássio através da membrana celular, transportando íons K+ para dentro e íons Na+ para fora da célula, cada um contra um gradiente de concentração da solução. Em razão de o diferencial de concentração ser essencial para a sobrevivência e o funcionamento normal de praticamente toda a célula animal, a membrana plasmática de todas as células animais possui um grande número destas bombas (Gartner & Hiatt, 1999).

A bomba de Na+ - K+ possui dois sítios de ligação para o K+ no seu lado externo e três sítios de ligação para o Na+ no seu lado citoplasmático; assim, para cada dois íons Na+ transportados para dentro da célula, três íons K+ são transportados para fora da célula (Gartner & Hiatt, 1999).

A Na+ - K+ ATPase mostrou estar associada com a bomba de Na+ -K+. Quando três íons Na+ se ligam ao lado citosólico da bomba, o ATP é hidrolisado a ADP e o íon fosfato liberado é usado para fosforilar a ATPase, resultando na alteração da conformação da bomba, com a conseqüente transferência de íons Na+ para fora da célula. A ligação de dois íons K+ no lado externo da bomba causa desfosforilação da ATPase com o posterior retorno da proteína carreadora para a sua prévia conformação, resultando na transferência dos íons K+ para dentro da célula (Gartner & Hiatt, 1999).

A operação constante desta bomba reduz a concentração iônica intracelular, que resulta na queda da pressão osmótica intracelular. Se a pressão osmótica dentro da célula não fosse reduzida pela bomba de Na+ -K+, a água entraria na célula em grande quantidade, causando o intumescimento da célula e, eventualmente, a morte por lise osmótica (isto é, ruptura). Assim, é através do funcionamento desta bomba que a célula é capaz de regular sua osmolaridade e, conseqüentemente, seu volume. Além disso, esta bomba auxilia os canais vazante de K+ na manutenção do potencial da membrana celular (Gartner & Hiatt, 1999).

Por causa dos sítios de ligação no lado externo da bomba se ligarem não somente ao K+, mas também ao glicosídeo ouabaína, este glicosídeo inibe a bomba de Na+ - K+.

Figura. Transporte ativo primário através da bomba de sódio e potásio. A bomba com o ATP ligado, liga-se a 3 íons de Na+ (azul) intracelular. O ATP é hidrolisado, conduzido pela fosforilação e retorna ao citoplasma e libera o ADP. A mudança conformacional da bomba expõe os íons Na+ (azul) ao exterior onde eles são liberados. A bomba se une a 2 íons de K+ (rosa) extracelular, conduzindo a desfosforilação de sub-unidades alfa. O ATP liga-se à bomba e esta se reorienta para liberar K+ (rosa) dentro da célula. (http://arbl.cvmbs.colostate.edu, consultado em 22/08/2003)

Princípio de funcionamento do ionóforo

Os ionóforos são substâncias altamente lipofílicas que são tóxicas a muitos microorganismos como bactérias, protozoários e fungos, sendo portanto definidos como antibióticos, PRESSMAN(1976). Seu peso molecular normalmente varia entre 500 e 2000; sendo capaz de fazer ligações com cátions. Alguns ionóforos ligam-se somente a um cátion, mas outros são capazes de se ligar a mais de um cátion, e são chamados de anticarregadores. A monensina é um anticarregador que movimenta íons de sódio e hidrogênio. Pôr causa da sua natureza lipofílica, os ionóforos aderem as membranas celulares, que são ricas em lipídios, catalisando a entrada ou saída de certos íons da célula; o aumento irregular do fluxo de íons ocasiona estragos em muitos processos biológicos, levando freqüentemente a morte da célula , Booth, citado pôr LEEDLE(1993).

A permeabilidade da membrana, que controla a entrada de H+, possui requerimentos energéticos de mantença altos; sendo gasto mais de 50% do total de ATP produzido para manter a membrana energizada. A excessiva reciclagem de hidrogênio e outros íons através da membrana pode levar a uma redução da energia celular, já que esta é gasta na tentativa de manter a membrana energizada, LEEDLE (1993).

Carregadores móveis, como a monensina, são selecionadores de íons específicos, assim a monensina possui uma alta seletividade por Na+, mas também possui habilidade para transportar K+ e H+. Dentro do rúmen, os íons de sódio e potássio são encontrados principalmente fora da célula microbiana; sendo o sódio o cátion extracelular predominante (90 a 150mM); já a concentração de potássio, normalmente é 4 a 5 vezes menor do que a de sódio; no entanto, ao nível intracelular o potássio é o cátion predominante, Duran e Kawashimi, 1980 citado pôr LEEDLE (1993).

O modelo proposto pôr RUSSELL (1987) tenta explicar os efeitos da utilização sobre o Streptococcus bovis, sendo este tratado com (5,2 g/ml) de monensina í figura1. Quando a monensina liga-se a membrana celular a primeira reação que ocorre é uma saída de K+ e uma entrada de H+ na célula, sendo isto provocado pela mudança no gradiente de iônico externo. O H+ acumulado no interior da célula ocasionará uma diminuição de pH, exportando H+ para fora e permitindo a entrada de Na+ para o interior da célula; assim a segunda se caracteriza pelo transporte de Na+ para dentro e H+ para fora da célula. Normalmente a primeira reação ocorre em uma taxa maior que a segunda, no entanto se alguma molécula de monensina se dissociar da membrana celular, haverá uma prioridade da segunda reação. Uma grande parte da energia produzida é pelas bombas de Na+/K+ ATPase e/ou pela próton ATPase, na tentativa de manter o pH e o balanço iônico celular.

Figura 1- Efeito do ionóforo sobre a célula ,segundo o modelo descrito pôr RUSSELL (1987)..

Os ionóforos inibem o crescimento bacteriano pela catalização das trocas de sódio e prótons (H+ ) ou prótons e potássio ao nível de membrana celular, LANA (1997).

Segundo RUSSEL e WALLACE (1997), a atividade antimicrobiana dos ionóforos é devido a sua habilidade em catalisar a translocação de íons através das membranas celulares: todavia nem todas as bactérias tem a mesma sensibilidade aos ionóforos. As bactérias ruminais gram-negativas tem uma camada membranosa exterior, formada pôr proteínas, lipopolissacarídeos e lipoproteínas, o que a torna impermeável a grandes moléculas como as do ionóforo; assim a membrana celular interna fica protegida. Este é o motivo das bactérias gram-negativas serem muito mais resistente aos ionóforos do que as bactérias gram-positivas. As bactérias gram-positivas também possuem uma camada espessa de peptidioglicano, mas esta barreira é porosa e não impede a ação da monensina, RUSSEL (1990).

Experimentos “in vitro” com culturas de bactérias ruminais puras ou misturadas indicam que a monensina tem pouco ou nenhum efeito sobre a metanogênese, todavia ela inibe as bactérias produtoras de hidrogênio e formato, que são os precursores da formação de metano, deste modo ocorre uma diminuição da concentração de metano, RUSSELL(1996), Figura 2.

Figura 2: Esquema de atuação da monensina sobre as bactérias produtoras de metano (RUSSEL, 1996).

2. ABSORÇÃO DE CARBOIDRATOS NO ESTÔMAGO DOS ANIMAIS NÃO-RUMINANTES

Sabe-se que na boca e no esôfago não ocorre absorção de alimentos ou produtos finais da digestão. Certas drogas, entretanto, podem ser absorvidas por suas superfícies epiteliais (Dukes, )

Em conjunto, os alimentos são degradados até unidades absorvíveis, apenas até um certo limite, no estômago. As proteínas são apenas, parcialmente degradadas, as gorduras são ligeiramente hidrolisadas e a digestão de carboidratos está, em muitos animais, longe de ser completa (Dukes, ).

O estômago constitui uma área do tubo gastrintestinal de absorção deficiente, porque não contém o tipo de vilosidade da membrana absortiva, bem como porque as junções entre as células epiteliais são muito estreitas. Apenas algumas substâncias altamente lipossolúveis, como o álcool, e certas medicações, podem ser absorvidas em pequenas quantidades (Guyton, 1989).

3. ABSORÇÃO DE CARBOIDRATOS NO ESTÔMAGO DOS ANIMAIS RUMINANTES

Ø Ácidos graxos voláteis

Apesar de que os três pré-estômagos têm uma camada epitelial escamosa estratificada, a maioria dos AGV produzidos é absorvida através da parede dos pré-estômagos. Os AGV são ácidos fracos (pK = 4,6) de tal maneira que a equação de Henderson-Hasselbalch daria uma taxa de ânion/ácido não-dissociado do 100:1, a um pH típico do rúmen de 6,6. Por esta razão, os AGV individuais são freqüentemente referidos pelo nome de seu ânion. As taxas de absorção são maiores (1) quando o pH ruminal é reduzido até que a maioria dos compostos esteja presente como ácido não-dissociado e (2) quando o comprimento da cadeia aumenta, para que a taxa de absorção seja butírico (Bu – C4) – C3H7COOH > propiônico (Pr – C3) – C2H5COOH > acético (Ac – C2) - CH3COOH. Cerca da metade dos AGV absorvidos por difusão passiva está no estado não-dissociado e o restante é efetivamente absorvido como ânion por difusão facilitada na troca por íons bicarbonato (carbonato de hidrogênio). As células granulosas do epitélio dos pré-estômagos contêm anidrase carbônica, a qual promove a formação de ácido cabônico. Este composto dissocia-se em íons bicarbonato e íons hidrogênio. Este último associado com ânions de AGV forma AGV não-dissociados, que podem difundir-se mais rapidamente através do epitélio, conduzindo íons bicarbonato para o fluido ruminal. Este mecanismo não apenas facilita a absorção de AGV mas também reduz o pH ruminal pela troca de ânions de ácidos mais fortes (AGV) por aqueles de ácidos mais fracos (ácidos carbônico). Cerca da metade dos AGV produzidos é neutralizada desta maneira e o restante pelos álcalis salivares. (Swenson & Reece, 1996)

Fig. No líquido ruminal (com pH de 6,8) a proporção de AGV dissociados para não-dissociados é de 100:1. A principal barreira para a absorção de AGV é a camada de células granulosas do rúmen-retículo. Enquanto que o limite das células é permeável aos AGV, tanto dissociados quanto não-dissociados, a linha limite do fluido intersticial ou líquido extracelular (LEC) é essencialmente permeável apenas aos AGV não-dissociados. Nas células, os ânions acetato (Ac-), propionato (Pr-) e butirato (Bu-) associam-se com íons H+ produzidos pelo ácido carbônico para formar ácido acético não-dissociado (HAc), ácido propiônico (HPr) e ácido butírico (HBu). Um pouco do HAc é catabolizado a CO2, metade do HPr é catabolizado a ácido lático (HLa) e (no carneiro) a maioria do HBu é catabolizado a ácido β-OH butírico não-dissociado (Hβ-OH Bu). Esses produtos difundem-se através do limite do LEC e são tamponados pelo bicarbonato, já que o material transportado no sangue porta para fígado é principalmente Ac-, com menores quantidades de Pr-, La-, β-OH Bu- e Bu-. O dióxido de carbono produzido pelo catabolismo e absorvido do sangue forma ácido carbônico nas células granulosas com a ajuda enzimática da anidrase carbônica (a.c.). Os ânions bicarbonato difundem-se para o líquido ruminal e ajudam a tamponar os íons H+ produzidos pela dissociação dos AGV. No processo, algo de CO2 é adicionado ao rúmen.

Durante a absorção através das paredes dos pré-estômagos, a maioria do ácido butírico no carneiro a talvez menos nos bovinos é metabolizada (oxidada) a corpos cetônicos – β-hidroxibutirato (β-OH Bu). O ácido butírico restante é transportado ao fígado e metabolizado de modo semelhante. Assim, o ácido butírico aparece na circulação sistêmica quase inteiramente como β-OH Bu. Esses corpos cetônicos são prontamente metabolizados pela maioria dos tecidos do corpo e usados para fornecer as quatro primeiras unidades de carbono na síntese mamária de cerca da metade dos ácidos graxos de cadeia curta e média (C4-C14) característico do leite do ruminante. Cerca de 30% do propionato também é metabolizado pelas paredes dos pré-estômagos para formar ácido lático. Portanto, parte do ácido lático no sangue venoso porta e o restante do propionato são quase completamente removidos pelo fígado. Aqui o propionato é convertido em oxaloacetato e usado no ciclo de Krebs ou, junto com o ácido lático, é convertido em glicose, seja por liberação para circulação ou por armazenamento hepático como glicogênio. O propionato é o único AGV capaz de ser usado na gliconeogênese. Uma quantidade de acetato é metabolizada a CO2 pela parede dos pré-estômagos, mas o restante não se modifica durante a absorção ou passagem através do fígado. O acetato, o mais abundante AGV na circulação sistêmica e o principal substrato metabólico, é captado pela maioria dos tecidos corporais para formar acetil-CoA para uso no ciclo do ácido cítrico. Na glândula mamária ele é usado na síntese de ácidos graxos de cadeia curta e média. É usado por cerca da metade das quatro primeiras unidades de carbono em cada cadeia de ácido graxo (isto é, aqueles não derivados do β- OH butirato) e por todas as restantes unidades de carbono na cadeia. (Swenson & Reece, 1996)

Ø Ácido lático

Em companhia dos AGV, o ácido lático é produzido por determinada bactéria amilolítica durante a degradação do amido. Normalmente o ácido lático está presente de modo transitório e, portanto, apenas em baixas concentrações, quando é usado pelas bactérias secundárias para produzir propionato. Com baixos valores de pH ruminal, as propionobactérias, mas não as bactérias amilolíticas, são inativadas, e assim o ácido lático acumula-se nas formas isoméricas D(-) e L(-). O ácido lático é um ácido mais forte (pK = 3,8) do que os AGV (pK = 4,6) de maneira que o pH ruminal tende a cair muito rapidamente. O ácido lático é absorvido numa taxa de 10% do valor dos AGV e o isômero mais comum L(+) é metabolizado a piruvato (na rota para glicose e glicogênio) pelo fígado de modo mais rápido do que o isômero D(-). O ácido não-metabolizado causará acidose metabólica. (Swenson & Reece, 1996).

Ø Absorção no omaso e abomaso

As condições fisiológicas dentro do omaso são semelhantes àquelas das regiões cranial e ventral do rúmen-retículo, de modo que a absorção também é semelhante. Em relação ao volume do conteúdo, a grande área de superfície apresentada pelas folhas do omaso o torna um importante local de absorção de AGV, eletrólitos e água, embora isto não pareça ter vantagens especiais sobre o rúmen-retículo quando a absorção é calculada por unidade de área de superfície da luz visceral. Ao contrário do que acontece no rúmen-retículo, entretanto, o cloreto torna-se uma contribuição mais importante do que o ânion bicarbonato na troca pelos AGV absorvidos. Entretanto, as concentrações no omaso, quando comparadas com aquelas no rúmen-retículo, são 3 vezes maiores para o cloreto e 0,5 vez menores para o bicarbonato (Swenson & Reece, 1996).

O abomaso é um órgão embriologicamente e funcionalmente homólogo ao estômago dos não-ruminantes, portanto não apresenta absorção (Swenson & Reece, 1996).

4. ABSORÇÃO DE CARBOIDRATOS NO INTESTINO DELGADO

A superfície absortiva da mucosa intestinal possui dobras que formam pregas circulares e são denominadas dobras de Kerkring ou valvulae conniventes, que aumentam a área de absorção da mucosa cerca de três vezes. Elas se projetam para a luz intestinal, sendo visíveis a olho nu, com 3 a 10 mm de comprimento, sendo mais numerosas no duodeno distal e jejuno proximal. Diminuem em número e tamanho ao longo do intestino delgado no sentido céfalo-caudal, sendo pouco freqüentes nas porções distais do íleo (Aires, 1999).

Vias para compostos absorvidos

O intestino delgado tem sistemas sanguíneo e linfático extremamente bem desenvolvidos que funcionam na absorção dos produtos da digestão (Dukes, Beitz e Allen )

Linfa

Os capilares linfáticos da membrana mucosa do intestino, incluindo os lactíferos centrais das vilosidades, drenam para linfáticos maiores da submucosa. Estes penetram na capa muscular do intestino delgado e deságuam nos vasos quilíferos mesentéricos, os quais estão cenectados aos linfonodos mesentéricos. Os vasos quilíferos do mesentério continuam-se com a cisterna do quilo, onde vertem sua linfa. A partir daí, os vasos continuam-se para frente como o ducto torácico, o qual se esvazia no sistema venoso anterior, junto ao coração. O sistema linfático está envolvido principalmente no transporte de certas proteínas (particularmente as imunoglobulinas durante as primeiras 24 horas de vida) e lipoproteínas (principalmente quilomícrons) produzidas nas células mucosas, subseqüente à absorção dos produtos (monoglicerídios, ácidos graxos de cadeia longa, fosfolipídios, colesterol e outras substâncias lipossolúveis) da digestão de lipídios alimentares (Dukes, Beitz e Allen )

Sangue

Os capilares sanguíneos da membrana mucosa do intestino, incluindo os das vilosidades, unem-se para formar vênulas e veias que drenam para a veia porta, através de suas radículas mesentéricas. A veia porta penetra no fígado, onde seu sangue mistura-se com aquele da artéria hepática. As veias hepáticas transportam o sangue do fígado para veia cava posterior (Dukes, Beitz e Allen ).

O material amplamente absorvido pelo sistema sanguíneo inclui água, sais inorgânicos, ácidos graxos de cadeia curta, aminoácidos, monossacarídios e glicerol. O rápido fluxo sanguíneo (cerca de 600 vezes aquele da linfa) permite a absorção eficiente desses compostos hidrossolúveis e de baixo peso molecular. A taxa de fluxo sanguíneo aumenta após uma refeição, mas o aumento percentual é menor do que para o fluxo linfático. (Dukes, Beitz e Allen )

Com exceção do sangue do cólon terminal e do reto, todo o sangue venoso das vias gastrintestinais é coletado na veia porta hepática e passa pelo fígado, antes de entrar na veia cava e retornar ao coração (figura abaixo). Este sistema ocorre de tal forma que o sangue rico em nutrientes que deixa o intestino pode ser modificado pelo fígado, de modo que a concentração de nutrientes do sangue que chega aos tecidos corpóreos em geral pode permanecer relativamente constante. Este arranjo vascular particular do sistema gastrintestinal resulta no sangue passando por dois leitos capilares, um na parede do intestino e um no fígado, antes de retornar ao coração. (Cunningham, 1993).

Figura. Todo o sangue que sai do intestino flui através do fígado antes de retornar ao coração. A drenagem linfática do intestino se desvia do fígado, adentrando a corrente circulatória por meio do duto toráxico (Cunningham, 1993).

Fluxo sanguíneo através do fígado – O sangue que penetra o fígado a cada minuto flui através dos sinusóides hepáticos em íntimo contato com os cordões de células parenquimatosas hepáticas. A seguir, penetra nas veias centrais do fígado e daí flui para a veia cava (Guyton, 1984).

Figura. Circulação porta e hepática.

Limpeza do sangue como função hepática – O sangue que flui através dos capilares intestinais recolhe muitas bactérias dos intestinos. De fato, uma amostra de sangue proveniente do sistema porta quase sempre exibe bacilos colônicos ao ser cultivada, enquanto o crescimento de bacilos colônicos no sangue da circulação sistêmica é extremamente raro. Filmes especiais com alta velocidade, para evidenciar a ação das células de Kupffer, que são as grandes células fagocitárias que revestem os sinusóides hepáticos, demonstram que essas células podem limpar o sangue com extrema eficiência quando o mesmo passa através dos sinusóides; quando uma bactéria entra em contato momentâneo com uma célula de Kupffer, em menos de 0,01 segundo penetra através das paredes dessa célula e fica alojada permanentemente em seu interior, até ser digerida. Provavelmente no máximo 1% das bactérias que penetram no sangue porta a partir dos intestinos consegue transpor o fígado e penetrar na circulação sistêmica (Guyton, 1984).

• ABSORÇÃO DOS MONOSSACARÍDEOS

O mecanismo celular pala a absorção dos monossacarídeos, especialmente a glicose, intrigou os cientistas durante quase um século. Sabia-se que a absorção de glicose ocorria contra gradiente de concentração, por um processo saturável, específico, dependente da presença de Na+ luminal e de energia metabólica indicando um processo ativo de absorção. Apenas em 1960, Crane propôs um modelo para o transporte de glicose na borda- em-escova do delgado acoplado ao gradiente de Na+ mantido pela ATPase Na+ -K+ da MBL. Este modelo foi testado e estendido ao transporte de outros solutos orgânicos e a íons, caracterizando o mecanismo de acoplamento de fluxo de um soluto contra gradiente, ao fluxo de Na+ a favor de gradiente de potencial eletroquímico para este íon, mantido pela ATPase Na+ -K+.

O mecanismo de co-transporte Na+: glicose foi incorporado ao modelo celular para a absorção de glicose no delgado, e demonstrou-se que os monossacarídeos são absorvidos por processo mediado por transportadores específicos da borda-em-escova. A glicose e a galactose compartilham um carregador comum, o denominado carregador SGLT1, inibível especificamente por florizina. Ele transporta estes monossacarídeos contra gradiente de concentração por um processo de acoplamento de fluxo com o Na+. O Na+ é transportado a favor de gradiente de potencial eletroquímico através da ML, uma vez que a luz é menos negativa que o compartimento intracelular e a atividade de Na+ luminal é superior à citosólica. O gradiente de potencial eletroquímico para o Na+ entre a luz intestinal e o meio extracelular é gerado e mantido pela ATPase Na+ -K+ da MBL. Assim, uma dissipação do gradiente de Na+ através da ML, por inibição direta da bomba por ouabaína, ou indireta, por bloqueio da síntese de. ATP (DPN ), previne a absorção de Na+ e, conseqüentemente, a das hexoses. Por outro lado, uma elevação da concentração luminal de glicose ou de galactose eleva a absorção de Na+. Trata- se, portanto, de um mecanismo de co-transporte Na+/glicose e/ ou Na+/galactose, eletrogênico, com uma estequiometria de 2 íons Na+por molécula de hexose. A glicose e a galactose são transportadas na ML dos enterócitos por um mecanismo de transporte ativo secundário, em acoplamento com o Na+.

O influxo de frutose através da borda-em-escova do enterócito ocorre por mecanismo distinto do descrito para a glicose e a galactose. O seu influxo é independente de Na+ e a frutose não compete com o carregador da glicose/galactose. A sua absorção ocorre por um processo puramente passivode difusão facilitada por um carregador do tipo GLUT5. Em ratos, tem sido demonstrada uma absorção ativa de frutose, mas não em humanos. A frutose é absorvida quase tão rapidamente como a glicose ou galactose. Através da MBL, a glicose, a galactose e a frutose são transportadas por mecanismo de difusão mediada ou facilitada por carregador específico distinto do da ML, do tipo denominado GLUT2 independente de Na+ inibível por floritina e citocalasina B e a favor de gradiente de concentração.

Figura 1. Modelo celular para a absorção intestinal de glicose, galactose e frutose. (Aires, 1999)

Ø O co-transportador Na+:glicose (SGLT1) da ML do enterócito

O SGLT1 da borda-em-escova do delgado de coelho foi o primeiro co-transportador Na+:glicose identificado por clonagem e expressão em oócitos de anfíbio. Este co-transportador intestinal, porém, tem sido identificado, clonado e seqüenciado em várias espécies de mamíferos. É uma proteína da borda-em-escova com PM entre 50 e 80 kD. Em humanos, a proteína tem 73kD e 662 aminoácidos já seqüenciados. Sua estrutura secundária está representada na Fig. 2, indicando 12 domínios intramembrana ( M 1 a M 12). Cada domínio contém 21 resíduos hidrofóbicos com conformação em α-hélice. Os terminais NH2, e COOH da cadeia aminoacídica localizam-se no lado citoplasmático da membrana. Um sítio de glicosilação está localizado no lado extracelular nas regiões hidrofílicas, entre os domínios M5 e M6. Embora haja pouca evidência de que a atividade do SGLT1 seja regulada por fosforilação, há na molécula vários sítios de fosforilação nos domínios citoplasmáticos hidrofílicos entre M6-7 e M8-9.

Figura 2. Modelo da estrutura secundária do co-transportador Na+:glicose/galactose, o SGLUT1, da borda-em-escova do enterócito. (Aires, 1999)

As propriedades cinéticas e eletrofisiológicas do SGLT1 foram estudadas usando-se a sua expressão em oócitos de anfíbio. O modelo cinético de funcionamento do co-transportador (Fig. 3) apresenta os seguintes estágios e características: (a) o co- transportador é uma proteína integral com uma valência —2; (b) a proteína apresenta-se em duas conformações, C’ e C”; (c) o potencial da MIL influencia a transição entre as duas conformações; (d) uma diferença de potencial de membrana de cerca de —50 mV favorece C’ e a ligação do Na+ à proteína; (e) dois íons Na+ ligam-se à proteína, formando o complexo [CNa2]’; (f) a ligação com o Na+ no sítio extracelular do transportador, induz mudança conformacional da proteína que propicia a ligação da glicose, formando o complexo [GC Na2]’; (g) a conformação deste último complexo sofre transição para a forma [GC Na2]’ na qual os sítios de ligação estão voltados para o lado intracelular; (h) lado intracelular, Na+ e glicose dissociam-se do transportador, liberando a forma livre da proteína, C”. O resultado final deste ciclo de reações é o transporte de Na+ e de glicose do extracelular para o intracelular. Este modelo é suportado por várias evidências experimentais. Entre estas, a demonstração, por técnicas eletrofisiológicas de medidas da corrente de Na+, sensível à florizina, do transportador expresso em oócito, de que não ocorre transporte de glicose na ausência de Na+. O SGLT1 também se expressa na medula externa do rim e, mais fracamente, no cólon.

O Na+, então tem que ser bombeado para fora da célula, o que é mediado por ATPase ativada por Na+ - K+ (Dukes, Beitz e Allen)

Figura 3. Modelo cinético para co-transporte 2 Na+:glicose do SGLT1 da borda-em-escova do enterócito. (Aires, 1999)

Figura . Transporte de glicose (vermelho) para dentro do citoplasma segundo Teoria do co-transporte sódico. Na+ (azul). (http://arbl.cvmbs.colostate.edu, consultado em 22/08/2003)

Ø Absorção dos monossacarídeos em ruminantes

Em ruminantes, o mecanismo de transporte ativo para a glicose se torna rudimentar depois que se desenvolve a função do rúmen. Sob condições normais, muito pouca glicose é liberada para o intestino delgado do ruminante adulto porque a maior parte do amido já foi digerida e absorvida no rúmen (Swenson & Reece, 1996).

Ø O Transportador para a Frutose (GLUT5) da ML do Enterócito

A absorção de frutose é normal em pacientes com má absorção de glicose e galactose o que indica a presença de um transportador distinto na ML, uma vez que, através da MBL, a frutose é transportada como a glicose e a galactose, pelo transportador GLUT2 (Fig. 1). O DNAc que codifica o GLUT5 foi isolado de jejuno humano, onde ele se expressa predominantemente. Tem 501 aminoácidos e 41% de homologia com a seqüência aminoacídica do GLUT2; sua estrutura secundária (Fig. 3) é também similar à do GLUT2, e seu PM é cerca de 50 kD. A GLUT5 foi determinada injetando-se o RNAc em oócitos de anfíbio e medindo-se o transporte de frutose marcada.

Ø Transportador GLUT2 da MBL do Enterócito

O transporte de glicose através da MBL de enterócitos tem sido estudado usando-se células e vesículas isoladas de MBL. O transporte ocorre por difusão facilitada com características muito semelhantes às dos transportadores de glicose de hemácias, adipócitos e fibroblastos. A especificidade do transportador é baixa podendo transportar pentoses e hexoses e 2-desoxiglicose. O transportador não depende de Na+ e é inibido por floritina e citocalasina B.

O GLUT2 tem 524 aminoácidos e PM 61kD em intestino. Sua estrutura secundária, semelhante à do GLUT5, está mostrada na Fig. 4. Não há homologia entre o GLUT2 e o SGLT1 quer quanto aos aminoácidos, quer quanto à estrutura secundária. O GLUT2 também tem 12 domínios intramembrana, mas seu perfil é bem diferente do apresentado pelo SGLT1. As ligações hidrofílicas entre os domínios transmembrânicos são curtos, com 7 a 14 aminoácidos, exceto o domínio conectando os segmentos M1 -2 e M6-7. Apresenta uma longa alça citoplasmática no terminal COOH, um sítio de fosforilação próximo a ela, enquanto o sítio de glicosilação se localiza entre asalças M1 e M2. Na posição 62, há uma proteína quinase do tipo A ou dependente de AMPc. Os aminoácidos do GLUT2 de humanos têm cerca de 81 a 94% de identidade com o transportador de enterócito de camundongo.

Figura 4. Modelo da estrutura secundária do GLUT2 da membrana basolateral do enterócito do delgado. (Aires, 1999)

As funções do GLUT2 foram analisadas em oócitos, embora não existam ainda estudos cinéticos e estruturais desta proteína. Ele apresenta alta homologia com o GLUT1 de hemácias, com 55% de identidade de aminoácidos e estrutura secundária similar.

Estudos auto-radiográficos de vilosidades do delgado expostas a hexoses marcadas indicam que o transporte de hexoses ocorre nos enterócitos maduros do terço superior das vilosidades. Técnicas imunocitoquímicas têm localizado os transportadores SGLT1 e GLUT5 na ML e o GLUT2 na MBL. Os genes destes transportadores localizam-se em cromossomos distintos. O gene do SGLT1 expressa-se predominantemente na ML de enterócito do delgado e na medula externa do rim; o do GLUT2 expressa-se no fígado, rim e delgado; e o do GLUT5, no intestino e testículo. Os transportadores GLUT2 e GLUT5 são membros de uma superfamília de proteínas de membrana, com 12 domínios intramembrana encontrados em bactérias, fungos, plantas e células animais, inclusive humanas. Esta família transporta vários substratos orgânicos, como açúcares, ácidos orgânicos e drogas. O co-transportador Na+:glicose, o SGLT1, pertence a uma família pequena com apenas 12 membros encontrados desde bactérias até mamíferos (várias espécies) com identidades de aminoácidos variando entre 25 e 76%. O SGLT1 tem também sido encontrado em outros tecidos, além dos tecidos intestinal e renal.

As características salientadas dos CARREADORES de hexoses são resumidas na tabela abaixo (http://arbl.cvmbs.colostate.edu, consultado em 22/08/2003)

Quantidades mínimas de dissacarídeos são absorvidas pelo sangue no sistema gastrintestinal, mas praticamente nenhum deles pode ser transportado para as células. Portanto, dissacarídeos ou polissacarídeos maiores não serão utilizados no metabolismo celular, sendo completamente excretados na urina (Guyton, 1989).

5. ABSORÇÃO DE CARBOIDRATOS NO INTESTINO GROSSO

O cólon absorve ácidos graxos de cadeia curta que resultam da hidrólise, pela flora bacteriana, de carboidratos não digeridos e não absorvidos do intestino delgado. Os três principais produtos da fermentação bacteriana de carboidratos no cólon são acetato, propionato e butirato, também denominados ácidos graxos voláteis. Estes ácidos são transformados rapidamente pela ML dos colonócitos, provavelmente nas formas protonadas. Alguns deles são transportados transepitelialmente e outros são utilizados pelos próprios colonócitos. O butirato tem ação trófica sobre o epitélio do cólon, induzindo diferenciação celular e expressão gênica (Aires, 1999).

- Composição das fezes. As fezes são normalmente constituídas de três quartos de água e um quarto de substâncias sólidas, compostas de cerca de 30% de bactérias mortas, 10 a 20% de gordura, 10 a 20% de substâncias inorgânicas, 2 a 3% de proteínas, 30% de resíduos alimentares não digeridos e constituintes secos do suco digestivo, como pigmentos biliares e células epiteliais descamativas. A grande quantidade de gordura deriva-se dos ácidos graxos não absorvidos, procedentes da dieta; da gordura formada pelas bactérias e da gordura presente nas células epiteliais descamativas (Guyton, 1989).

A cor marrom das fezes é causada pela estercobilina e urobilina, que são derivados da bilirrubina. O odor é causado principalmente pelos produtos da ação bacteriana; esses variam de animais para animais, dependendo da flora bacteriana, cólica individual e do tipo de alimento digerido. Os produtos odoríferos são o indol, o escatol, os mercaptanos e o sulfeto de hidrogênio (Guyton, 1989).