Se desea clonar y secuenciar un fragmento de ADN mediante el método Sanger, en este caso un fragmento que contenga la secuencia de la insulina humana.
La insulina es una hormona polipeptídica formada por 51 aminoácidos, producida y secretada por las células beta de los islotes pancreáticos. Interviene en el aprovechamiento metabólico de los nutrientes, sobre todo en el anabolismo de los glúcidos.
La síntesis de la insulina pasa por una serie de etapas. Primero, la preproinsulina es creada por los ribosomas en el retículo endoplasmático rugoso. Esta pasa a ser, cuando pierde su secuencia señal, proinsulina. La proinsulina es importada al aparato de Golgi, donde se modifica, eliminando la parte central (péptido C) y uniendo los dos fragmentos restantes mediante puentes disulfuro, dando lugar a la insulina propiamente dicha.
Para poder llevar a cabo la clonación de un gen lo primero es extraer el material genético (ADN). Este se puede obtener tanto a través de la sangre como de la saliva. En este caso la muestra se obtendrá de la sangre, ya que existen protocolos a nuestra disposición que nos permiten extraer el ADN de las células sanguíneas con un bajo coste y de manera sencilla. Además, la cantidad de muestra es mayor en el caso de la sangre que en el de la saliva, lo que aumenta la fiabilidad de los resultados.
Como se ha mencionado anteriormente, existen multitud de protocolos al alcance de nuestra mano para realizar la extracción del ADN de una muestra de sangre. Tras realizar una búsqueda se han encontrado varios laboratorios que ofrecen este tipo de kits con todo el material y la información necesarios para realizar este procedimiento, y al compararlos se ha optado por seleccionar el de Thermo Fisher Scientific. Esta empresa ofrece diferentes opciones, de entre las cuales seleccionamos el ChargeSwitch™ gDNA Serum Kit, 0.2-1 mL por los siguientes motivos:
Su precio. El coste total del kit es de 201,00 EUR y ofrece una cantidad de 50 preparaciones, lo cual nos permite utilizar un gran número de muestras siendo a la vez bastante económico.
Las cantidades de ADN con las cuales se va a trabajar son pequeñas y por tanto este kit se adapta bien a nuestras necesidades (permite aislar ADN de muestras de entre 10 y 20 µl de sangre).
Antes de comenzar a seguir el protocolo de extracción del ADN, aquí se muestran los materiales que van a ser necesarios:
Necesitaremos material básico de laboratorio (tubos de 1,5 mL para la microcentrífuga, micropipetas de 20, 200 y 1000 µl y las puntas para ellas y un Vortex).
Para llevar a cabo la separación magnética necesitaremos utilizar un MagnaRack™ (CS15000 en Thermo Fisher). También existe la opción de obtener uno de segunda mano en el siguiente enlace en el caso de que queramos un precio más económico. También existe una alternativa a este aparato: utilizar una placa de 96 pocillos para llevar a cabo todo el proceso y en lugar del MagnaRack™, usar un separador magnético adaptable a esta placa de pocillos.
Para extraer la muestra de sangre se utilizarán las lancetas y el pinchador que utilizan las personas diabéticas. Obtendremos una cantidad suficiente de sangre ya que vamos a trabajar con unos 10-20 µl.
En este apartado se procederá a describir brevemente los pasos que hay que seguir para realizar la extracción del ADN. Todos ellos junto con el material necesario vienen explicados detalladamente en el protocolo escogido anteriormente, que se puede consultar a continuación:
1) Antes de comenzar:
Prepare una mezcla de lisis: Para cada muestra, mezcle 0,5 ml de tampón de lisis ChargeSwitch® (L12) y 5 µl de proteinasa K para preparar la mezcla de lisis. Si se aísla el ADN de varias muestras, se puede aumentar el volumen de los reactivos utilizados y preparar una mezcla de lisis maestra.
Agite el tubo que contiene las perlas magnéticas ChargeSwitch® para resuspenderlas completamente y distribuirlas de forma uniforme en el tampón de almacenamiento.
Prepare una mezcla de purificación: Para cada muestra, mezcle 20 µl de ChargeSwitch® Magnetic Beads (totalmente resuspendidas; véase más arriba) y 100 µl de tampón de purificación ChargeSwitch® (N5) para preparar la mezcla de purificación. Si va a aislar el ADN de varias muestras, puede aumentar el volumen de los reactivos utilizados y preparar una mezcla de purificación maestra.
2) Preparación del lisado:
Transferir la muestra de sangre de 10-20 µl a un tubo de microcentrífuga estéril (o a una placa de pocillos profundos de 96 x 2 ml).
Añadir 0,5 ml de mezcla de lisis (ver arriba) a la muestra y pipetear suavemente arriba y abajo 5 veces para mezclar.
Incubar la muestra a temperatura ambiente durante 10 minutos o hasta que la muestra esté clara y sin grumos visibles.
3) Unión del ADN:
Pipetear suavemente hacia arriba y hacia abajo la mezcla de purificación que contiene las perlas magnéticas ChargeSwitch® para resuspender completamente las perlas.
Añada 120 µl de ChargeSwitch® Purification Mix a la muestra digerida (del paso anterior) y pipetee suavemente hacia arriba y hacia abajo 5 veces para mezclarla.
Incube a temperatura ambiente durante 1 minuto para permitir que el ADN se una a las perlas magnéticas ChargeSwitch®.
Coloque la muestra en el MagnaRack™ (o en el separador magnético de 96 pocillos) durante 1 minuto o hasta que las perlas hayan formado un pellet apretado.
Sin retirar la muestra del MagnaRack™, retire con cuidado el sobrenadante y deséchelo.
Retire del MagnaRack™ la muestra que contiene las perlas magnéticas peleteadas. No debe haber sobrenadante en el tubo.
Añada 500 µl de tampón de lisis ChargeSwitch® (L12; sin proteinasa K) al tubo y pipetee suavemente hacia arriba y hacia abajo 3 veces para mezclar. Utilice una punta de pipeta de 1 ml ajustada a 450 µl.
Añadir 50 µl de tampón de purificación ChargeSwitch® (N5) y pipetear suavemente hacia arriba y hacia abajo 3 veces para mezclar.
Incubar a temperatura ambiente durante 1 minuto.
Coloque la muestra en el MagnaRack™ (o en el separador magnético de 96 pocillos, si procede) durante 1 minuto o hasta que las perlas hayan formado un pellet apretado.
Sin retirar la muestra del MagnaRack™, retire con cuidado el sobrenadante y deséchelo.
4) Lavado del ADN:
Retire del MagnaRack™ la muestra que contiene las perlas magnéticas peleadas. No debe haber sobrenadante en el tubo.
Añada 500 µl de tampón de lavado ChargeSwitch® (W12) a la muestra y pipetee suavemente hacia arriba y hacia abajo dos veces para volver a suspender las perlas magnéticas.
Coloque la muestra en el MagnaRack™ durante 1 minuto o hasta que las perlas hayan formado un pellet apretado.
Sin retirar la muestra del MagnaRack™, retire con cuidado el sobrenadante y deséchelo. Tenga cuidado de no perturbar el pellet de perlas inclinando la pipeta de manera que la punta apunte en dirección contraria al pellet.
5) Elución y almacenamiento del ADN:
Retire la muestra que contiene las perlas magnéticas peleadas del MagnaRack™. No debe haber sobrenadante en el tubo.
Añada 100 µl de tampón de elución ChargeSwitch® (E5) (o tampón TE, pH 8,5) a la muestra y pipetee suavemente hacia arriba y hacia abajo 10 veces para volver a suspender las perlas magnéticas.
Incubar a temperatura ambiente durante 1 minuto.
Coloque la muestra en el MagnaRack™ durante 3 minutos o hasta que las perlas hayan formado un pellet apretado.
Sin retirar el tubo del MagnaRack™, retire con cuidado el sobrenadante que contiene el ADN y páselo a un tubo de microcentrífuga estéril (o a una placa de microtitulación con fondo en U de 96 x 300 µl).
Almacenar el ADN purificado a -20°C o utilizarlo inmediatamente para el análisis posterior.
A continuación se muestra un vídeo en el que se mencionan algunos consejos a la hora de realizar la extracción de ADN de muestras de sangre, que pueden ayudarnos a conseguir unos mejores resultados.
Una vez que obtenemos el ADN es importante conocer qué cantidad tenemos en un determinado volumen antes de realizar la PCR, ya que si hay un exceso de ADN este puede unirse de manera errónea a los cebadores. La cuantificación se puede llevar a cabo con un Nanodrop, un espectrofotómetro de UV visible de espectro completo utilizado para cuantificar y evaluar la pureza de ADN, ARN, proteínas, etc. Muchos laboratorios ofrecen este tipo de instrumento. Elegiremos el de la misma empresa que nos ha proporcionado el kit de extracción del ADN, Thermo Fisher Scientific. Nos ofrecen dos modelos (2000 y 2000c), con diferentes especificaciones, de los cuales podemos escoger cualquiera de los dos.
El siguiente paso una vez obtenido el ADN sería seleccionar el gen deseado, en este caso el de la insulina, y amplificarlo mediante una PCR. Lo primero que se necesita para llevar a cabo esta técnica es obtener los cebadores o primers. Para ello es necesario conocer la secuencia del gen de la insulina, por lo que utilizamos la base de datos nucleotide de NCBI. Realizamos la búsqueda y seleccionamos el gen de la insulina humana (accesion: AH002844 J00265 J00268).
Podemos observar que el gen (2186-4969) está formado por dos exones (2186-2227 y 3397-3615) y dos intrones (2228-2406 y 2611-3396), y que por tanto su región codificante es del 2424 al 2610 y desde el 3397 al 3542.
Un primer o cebador es una secuencia corta de ADN (de aproximadamente unos 20 nucleótidos) de cadena simple, que se emplea en el método PCR para unirse con el ADN de la muestra y definir la región del ADN que será amplificada. Para la PCR se necesitan dos cebadores (forward o izquierdo y reverse o derecho) a partir de los cuales la ADN polimerasa utilizada inicia la síntesis del ADN en dirección 5'-3'.
El forward se unirá a la cadena 3'-5' por el extremo 3' (izquierda) , y su dirección será 5'-3'.
El reverse se unirá a la cadena 5'-3' por el extremo 3' (derecha) y su dirección será 3'-5'.
Para diseñar los cebadores, utilizamos la herramienta Pick Primers de NCBI. Con la técnica de Sanger se pueden amplificar aproximadamente unas 600-700 bases. Como la secuencia del gen es demasiado larga para poder secuenciarla en una sola vez y de manera correcta, una solución es secuenciarla en dos partes con dos pares de cebadores, uno para cada exón. Otro dato a tener en cuenta es que las 15-20 primeras bases secuenciadas con Sanger no se pueden determinar con la suficiente claridad ya que están contaminadas con los precursores que no han sido eliminados por completo.
Teniendo todo esto en cuenta, introducimos los valores del rango en el que queremos el primer par de cebadores, que utilizaremos para el primer exón (2424-2610).
De entre las opciones se selecciona el par 8, cuyo producto tiene una longitud de 364 bases (se busca el producto con la menor longitud posible de entre las opciones, ya que aumenta la calidad de la secuenciación). Además, las primeras bases que se secuenciarían no se encuentran dentro del exón, lo cual también ayuda a que no se pierda información.
Para el segundo exón (3397-3542) se sigue el mismo procedimiento que para el primero. Los rangos establecidos para la búsqueda y el par de primers seleccionado son los siguientes:
En este caso se ha seleccionado el par 6, con el que obtenemos un producto de 287 bases.
Una vez que tenemos el diseño de los cebadores, debemos de buscar alguna empresa que nos los proporcione. Volvemos a elegir Thermo Fisher Scientific. Una vez que entramos en este sitio web, introducimos el nombre que queramos asignarle a cada cebador y su secuencia. Una vez introducidos estos datos, automáticamente se muestra el precio de cada cebador, como se muestra en el siguiente ejemplo:
Estos serían los dos primers (forward y reverse) del primer par. Como se puede observar, el precio ronda los 3 euros, subiendo o bajando en función del número de bases (3,23 EUR 19 bases y 2,89 EUR 17 bases). Se seguirían los mismos pasos para realizar la compra del segundo par de cebadores.
Es importante también prestar atención a la Primer melting temperature (Tm). Si tenemos para elegir los cebadores entre dos pares que tienen una Tm diferente, es mejor coger los de mayor Tm ya que la Taq polimerasa funciona a temperaturas altas y hacer pasar la reacción de 90 ºC (aproximadamente) a una temperatura muy baja es costoso y sería una pérdida de tiempo. Tampoco conviene que la diferencia de Tm entre los cebadores y el producto sea muy grande porque si no va a pegarse el producto consigo mismo y por tanto los cebadores no se podrán unir a este.
Tm producto – Tm cebador más inestable < 15-20ºC
Existe una página web para calcular de manera aproximada la Tm del producto:
La reacción en cadena de la polimerasa (en inglés, polymerase chain reaction o PCR) es una técnica de la biología molecular cuyo objetivo es obtener un gran número de copias de un fragmento de ADN particular, partiendo de una muestra que contiene una cantidad mínima de ADN.
Los ingredientes clave para una reacción de PCR son Taq polimerasa, cebadores, ADN molde y nucleótidos (los bloques básicos del ADN). Los ingredientes se colocan en un tubo, junto con los cofactores que necesite la enzima, y se someten a ciclos repetidos de calentamiento y enfriamiento que permiten la síntesis del ADN.
Para llevar a cabo la PCR buscamos un protocolo, en este caso utilizaremos el de Curr Laboratory que incluye las disoluciones y tiempos necesarios y se puede consultar aquí:
En este protocolo encontramos una tabla con los componentes necesarios para llevar a cabo el proceso. Seleccionamos el volumen que vamos a utilizar que será de 25 µl, ya que es suficiente para obtener el ADN y además los procesos de calentamiento y enfriamiento serán más fáciles de llevar a cabo que con 50 µl:
Según indica la tabla, debemos preparar una disolución 10 µM de cada cebador y partimos de los 25 nmoles que hemos comprado. Estos 25 nmoles vienen liofilizados en un tubo de 1,5 mL. Una disolución 10 µM pasado a nM sería 10000 nM, de manera que deberíamos disolver los 25 nmoles en 2,5 ml de tampón (Tris-EDTA). Sin embargo, como hemos mencionado anteriormente el volumen máximo es 1,5 ml (tubo de cebadores). Para solucionarlo, los disolvemos en 0,25 ml, es decir, 10 veces más concentrado de lo que se requiere. A continuación, cerramos el tubo, lo agitamos y centrifugamos para mezclar la disolución
Como la disolución madre de cada cebador está diez veces más concentrada, tomamos 1 µl de esta disolución y añadimos 9 µl del tampón en otro tubo, obteniendo así 10 µl de disolución madre de cebador a la concentración requerida (10 µM). Es conveniente preparar una cantidad mayor de la estrictamente necesaria por si ocurre alguna contaminación en alguno de los tubos.
Al igual que hicimos con el ADN tras su extracción, es conveniente cuantificar también los cebadores por el mismo motivo, porque un exceso o un defecto de los mismos pueden afectar negativamente a la PCR. Aunque la empresa que nos los envía nos dice la cantidad (25 nmoles) este es un valor aproximado que puede no ser la realidad. Una vez realizadas las disoluciones explicadas en el apartado anterior, podemos utilizar el NanoDrop que usamos en la cuantificación del ADN.
La cantidad de ADN molde que debemos incluir deberá ser inferior a 1000 ng, pero no nos especifican cual. Con la cuantificación que realizamos al extraer el ADN con el NanoDrop obtendríamos la cantidad exacta de ADN de la que disponemos. En función de la concentración, será necesario añadir un volumen u otro al tubo de reacción. Suponiendo que la concentración es de 1ng/µl, añadiríamos 1µl de ADN molde para trabajar con 1ng por tubo de reacción de PCR.
Para conocer con detalle los pasos, los tiempos y los ciclos se puede consultar el protocolo, pero en esta tabla se presenta un resumen:
Cuando realizamos PCR es importante tener en cuenta los siguientes puntos para evitar cualquier tipo de contaminación o deterioro de la muestra:
NO utilizar ningún tipo de material que haya sido autoclavado, ya que la PCR es muy sensible a la contaminación por cualquier bacteria presente.
Tener precaución a la hora de acumular aerosoles al absorber con la pipeta.
Esto se soluciona obteniendo tubos nuevos especiales para su uso en PCR y puntas con filtro, que evitan la formación de dichos aerosoles.
Una vez amplificado el ADN, lo que obtenemos es el fragmento de ADN que queremos pero además también tenemos ambos cebadores unidos a este. Para secuenciar es necesario eliminar los cebadores, por lo que se hace una electroforesis. La electroforesis es una técnica para la separación de moléculas según la movilidad de éstas en un campo eléctrico. Hay varios tipos de electroforesis según la naturaleza de las moléculas que queramos separar, pero en este caso haremos la electroforesis en gel de agarosa. Para ello existen protocolos a nuestra disposición al igual que en el caso de la extracción del ADN y de la PCR. Escogemos el siguiente protocolo:
Es importante conocer qué concentración tendrá el gel en función del tamaño del fragmento de ADN. El protocolo incluye la siguiente tabla con el porcentaje de agarosa dependiendo de la longitud del fragmento:
También deberemos adquirir los marcadores de peso molecular que nos permitirán distinguir la banda de nuestro fragmento. Se pueden comprar aquí.
A continuación se incluye un vídeo que ayudará a comprender los pasos a seguir en el protocolo para la electroforesis:
Tras realizar la electroforesis obtenemos el fragmento de ADN deseado, y hay que llevar a cabo su extracción y purificación. Elegimos un kit que está a la venta y que incluye el material necesario, el protocolo y las especificaciones del fabricante. Además se adjunta un vídeo para facilitar el entendimiento de este proceso.
Una vez purificado el fragmento de ADN del gen de la insulina humana, debemos comprobar que se trata de la secuencia que estamos tratando de clonar. Como en este caso este gen ya se ha secuenciado con anterioridad y está disponible en el NCBI, solo secuenciaremos una de las cadenas y lo compararemos con dicha base de datos. Si no fuese así, deberíamos de secuenciar las dos para asegurarnos de que el resultado es correcto. Sin embargo, la secuenciación pierde calidad a partir de las 600-700 pb, de manera que vamos a utilizar dos cebadores forward. Uno será el que ya hemos adquirido anteriormente y otro para que se una aproximadamente en la mitad de la cadena, de manera que obtendremos la secuenciación del gen completo con mayor resolución.
Podemos encargar a una empresa la secuenciación, en este caso, en la página web de la Universidad de Córdoba, en la Unidad de Genómica. Dicha empresa requiere que las muestras de ADN estén diluidas en agua para la reacción de secuenciación.
Información sobre precios y tarifas
El precio según la tabla de tarifas sería de 4,75 EUR. La empresa nos mandará dos archivos por secuenciación: la secuencia del gen en formato FASTA y un cromatograma en formato .abi, el cual es la medida experimental con los resultados obtenidos. El cromatograma es una gráfica que puede analizarse y corregirse. La siguiente tarea consistirá en la corrección de un cromatograma utilizando el programa gratuito Chromas.
Desde mi punto de vista esta práctica me ha servido para empezar a ponerme en situaciones que puedo experimentar en mi futuro como científica, cosa que no había tenido que hacer anteriormente y que me ha obligado a buscar recursos y soluciones.
En general pienso que nos impulsa a ser independientes y a aprender a buscar todo lo que se necesita para llevar a cabo un expermiento o investigación por nosotros mismos.