Exame Parasitológico de Fezes (EPF) – Direto

Profa. Michelli Gouveia Ramos

Introdução

Exame parasitológico de fezes a fresco

O exame parasitológico de fezes, também conhecido como EPF, tem como principal objetivo a pesquisa de infestações por parasitos intestinais em um indivíduo. As principais formas parasitárias encontradas são ovos, cistos, larvas, trofozoítos etc.

As parasitoses intestinais são comuns na infância, porém não se exclui a possibilidade de um indivíduo adulto apresentar alguma forma parasitária, já que a principal via de contaminação é proveniente de alimentação, ingestão de água contaminada ou contato direto.

A maior parte dos casos de infestações parasitárias não apresentam sintomas, evidenciando a importância da inclusão do EPF como exame de rotina e, também, da coleta de material biológico realizada de forma correta, para excluir casos de possíveis contaminações de amostras pelo ambiente externo.

É um exame de preparação e análise relativamente rápido, podendo ter o resultado em até 24 horas após a entrega da amostra. Casos de contaminação com mais de um tipo de parasitos também têm chance de ocorrer.

Materiais e
Equipamentos

Frasco para coletar fezes.
Papel sulfite (para confecção do mapa de trabalho).
Etiquetas de identificação.
Caixa térmica ou isopor com gelo.
Conservantes para amostra de fezes.
Lâmina.
Lamínula.

Pipeta de Pasteur.
Amostra de fezes: líquida, diarreica e pastosa.
Lugol.
Microscópio.
Descarte de lâmina.
Copo.
Abaixador de língua.
Papel higiênico

POP

Fases da realização do exame parasitológico de fezes

Instruções para coleta da amostra fecal

EPF: amostra única.
EPF: 3 amostras.
EPF: coleta infantil.

Durante a coleta da amostra

Escolher recipiente limpo, de boca larga e tampa hermética.
Cuidado com a quantidade de amostra a ser colocada no frasco.
Não deixar a amostra entrar em contato com o solo ou a água do vaso sanitário.

Armazenamento da amostra fecal

Fezes frescas e sem conservante:

Levar imediatamente para o laboratório.

Análise imediata.

Manter refrigerada entre 5 e 10°C.

Geladeira
Conservantes:

Sem necessidade de envio imediato ao laboratório.

Sem necessidade de manter em baixa temperatura.

Sem necessidade de realizar o exame de imediato.

Laboratório deve entregar ao paciente: frasco + conservante.

Proporção: 3 partes de conservante para 1 parte de fezes.

Formol 10% (formalina 10%)

Preservação por mais de 1 mês: ovos, larvas, cistos e oocistos.

Formol comercial (37-40%).........................10 mL

Solução salina a 0,85%................................90 mL

MIF (mertiolato-iodo-formol)

Conserva ovos, larvas, cistos e oocistos.

Água destilada...................................................250 mL

Solução de mercurocromo a 1:500 ...................250 mL

Formol comercial...............................................25 mL

Glicerina.............................................................5 mL

SAF (acetato de sódio, ácido acético e formol)

Preserva cistos e trofozoítos em fezes diarreicas e formadas.

Acetato de sódio.............1,5 g

Ácido acético...................2,9 mL

Formol comercial ............4,0 mL

Água destilada.................92,5 mL

* Trofozoítos de amebas e giardia não se conservam em formol 10% ou MIF.

Triagem da amostra de fezes

Conferir tempo de armazenamento.
Conferir o exame a ser realizado.
Conferir identificação da amostra (nome completo).
Encaminhar ao setor responsável pela análise ou ao laboratório de apoio.
Montar o mapa de trabalho.

Tempo entre a coleta e análise – Estabilidade da amostra:

Amostras diarreicas: 30 minutos.
Amostra pastosa: 1 hora.
Amostras sólidas: até 24 horas (dependendo da forma como foi armazenada, manter refrigerada).

Instruções para o exame macroscópico de fezes

Ao iniciar o exame, conferir a identificação da amostra (nome completo) e realizar o registro no mapa/caderno de trabalho de qual exame deverá ser realizado.

Analisar o aspecto da amostra e anotar no mapa de trabalho:

Amostra diarreica ̸ líquida.
Amostra pastosa.
Amostra sólida.
Analisar a presença de sangue ou muco e anotar no mapa de trabalho.
Analisar a presença de vermes adultos, como Ascaris lumbricoides, Enterobius vermiculares, ou estruturas de vermes, como proglotes de Taenia sp.

Técnica para realização do método direto

Coletar uma pequena porção do material a examinar, com auxílio de um abaixador de língua, e misturar, se necessário, com pequena quantidade de solução salina sobre uma lâmina.
Adicionar uma gota de lugol.
Misturar a amostra + lugol com o canto da lamínula.
Colocar a lamínula com cuidado, para não fazer bolha. Cuidado para não apertar a lamínula, pois, dessa, forma o material (líquido) poderá se espalhar fora da lamínula, ocorrendo, então, a perda dele.

Figura 1 - Disposição do material na lâmina

Fonte: Kasvi (2017, on-line).

É interessante a preparação de lâminas com e sem corantes.
Uso do corante: o corante utilizado é o lugol forte, encontrado pronto comercialmente ou você mesmo poderá prepará-lo. Segue a fórmula:

𝐈𝐨𝐝𝐨................................................................................................𝟏 𝐠

𝐈𝐨𝐝𝐞𝐭𝐨 𝐝𝐞 𝐩𝐨𝐭á𝐬𝐬𝐢𝐨........................................................................𝟐 𝐠

Á𝐠𝐮𝐚 𝐝𝐞𝐬𝐭𝐢𝐥𝐚𝐝𝐚...............................................................................𝟓𝟎 𝐦𝐥

O lugol facilita o reconhecimento de estruturas parasitárias, evidenciando-as.
Examina-se cada lâmina em objetiva com pequeno aumento (10x) para uma visão panorâmica e, à medida que são encontradas estruturas e elementos interessantes, utiliza-se objetiva com maior aumento (40x).
O profissional deverá percorrer toda a extensão da lâmina para análise, como mostra a Figura 2. Em caso de dúvida, uma nova lâmina deverá ser confeccionada e analisada.

Como ligar e focalizar o microscópio, para análise de lâminas com material à fresco

Retirar a capa.
Conferir a voltagem (110 v ou 220 v) e inserir na tomada.
Conferir se a intensidade da luz está no mínimo (caso não estiver, reduzir) e ligar o interruptor.
Aumentar a intensidade da luz no máximo.
Deixar na objetiva de 4x.
Abaixar a mesa (platina).
Prender a lâmina na pinça.
Com o macrômetro, subir a mesa até focalizar.
Ajustar o condensador (mais baixo possível) e o diafragma (fechado, com baixa intensidade de luz, porém não deve estar fechado por completo).
Após focalizar na objetiva de 4x, mudar para a de 10x e focalizar, utilizando, apenas, o micrômetro.
Mudar para o aumento de 40x e focalizar, utilizando, apenas, o micrômetro (não visualiza no aumento de 100x).

1) Estruturas visualizadas em microscopia a fresco:

Figura 2 - Amostra de fezes vista microscopicamente

Fonte: a autora.

2) Em uma análise microscópica de material fecal, podemos encontrar estruturas parasitárias, tais como:

Ovos, larvas e vermes adultos de helmintos.
Cistos, oocistos, trofozoítos de protozoários.

Figura 3 (a) - Ovo de ancilostomídeo; (b) - Larva de ancilostomídeo; (c) - Larva de Strongyloides stercoralis; (d) - Ovo de Schistossoma mansoni; (e) - Trofozoito de Balantidium coli; (f) - Cisto de Entamoeba histolytica; (g) - Cisto de Entamoeba coli; (h) - Cisto de Endomilax nana

Fonte: Câmara (2017, on-line).

3) Além disso, é comum encontrarmos estruturas residuais que não conseguiremos identificar, mas elas não apresentam importância na correlação com distúrbios digestivos, tais como:

Resíduos alimentares de origem animal: fibras musculares mal digeridas, bem digeridas e digeridas, gorduras.

Figura 4 - Detritos de fezes visto microscopicamente

Fonte: a autora.

Na Prática

Verifique seu Aprendizado

1) O exame parasitológico de fezes realiza-se por meio da pesquisa de diferentes formas parasitárias ou de seus produtos no organismo do hospedeiro que são eliminados nas fezes. Sobre o exame parasitológico de fezes e os parasitas intestinais, assinale a alternativa incorreta.

a) No exame direto a fresco, utiliza-se formol acetato de etila, com a finalidade de concentrar ovos e cistos no sedimento urinário.

b) Os métodos de sedimentação e flutuação são métodos de análise do sedimento.

c) O Método de Rugai é utilizado para pesquisa de Strongyloides stercoralis.

d) Os esfregaços de fezes com coloração permanente são utilizados para estudar e confirmar a identidade de parasitos.

e) O diagnóstico laboratorial da giardíase consiste na pesquisa e identificação de trofozoítas e cistos nas fezes.

2) Paciente do sexo masculino, 49 anos, 61 kg, 1,70 m de altura, pescador e agricultor, hábito de andar descalço durante o período de trabalho, ingestão de frutas e hortaliças provenientes do solo sem a devida higienização. A comunidade onde mora não possui saneamento básico e água encanada para consumo. Foram observados pontos eritematosos e prurido nos pés, tosse, dispneia e broncoespasmos com pequenos sangramentos (hemoptise). Paciente relatou dor abdominal tipo cólica de moderada intensidade, localizada sobretudo na parte superior do abdome, vômitos e fezes, ora de aspecto aquoso, mucossanguinolento, ora de aspecto pastoso, cor cinzenta, brilhante e odor butiroso. Ele se apresentava pálido e bem magro, caracterizando anorexia, mesmo constatando aumento do volume abdominal. Após a consulta, o paciente foi encaminhado ao hospital. Foram solicitados exames de fezes com técnica de Baermann-Moraes e métodos de concentração por sedimentação. Foi observado, por meio de microscopia, vestíbulo bucal curto na região anterior e o primórdio genital na região posterior do corpo do parasito, obtendo-se tanto larvas filarioides quanto rabditoides. Considerando essas informações, assinale a alternativa que apresenta o helminto responsável por esse quadro e que está, diretamente, relacionado aos exames parasitológicos realizados:

a) Taenia sp.

b) Ascaris lumbricoides.

c) Enterobius vermicularis.

d) Strongyloides stercoralis.

e) Fasciola hepatica.

3) O exame das fezes pode ser utilizado para o estudo das funções digestivas, dosagem da gordura fecal, pesquisa de sangue oculto, de parasitos e coprocultura. Com relação ao tema, classifique as assertiva, a seguir, como Verdadeiras (V) ou Falsas (F).

( ) O exame macroscópico permite, eventualmente, a verificação de tênias, áscaris, oxiúros e necátor e orienta quanto à escolha da parte mais suspeita para ser submetida ao exame microscópico.

( ) Os trofozoítos são encontrados, usualmente, em fezes formadas, ao passo que os cistos são diagnosticados nas fezes líquidas, pastosas ou mucossanguinolentas.

( ) O registro de sangue ou muco não precisa ser realizado no exame macroscópico porque será registrado na análise microscópica.

( ) A tamisação consiste em emulsionar as fezes com água, utilizando um jato fraco de água corrente, e coar a emulsão com peneira metálica.

( ) Vermes adultos como Ascaris lumbricoides e Enterobius vermicularis são encontrados, frequentemente, misturados ou na superfície das fezes. Ancilostomídeos e Strongyloides stercolaris podem ser encontrados, mas a identificação requer o uso de microscópio.

A sequência correta para a resposta da questão é:

a) V, V, V, F, F.

b) V, F, F, V, V.

c) V, F, F, V, F.

d) F, F, F, V, V.

e) V, F, F, F, V.

Orientação de resposta

1) A.

2) D.

3) C.

Referências

CÂMARA, B. Pequeno Atlas de Parasitologia. Biomedicina Padrão, 19 maio 2017. Disponível em: https://www.biomedicinapadrao.com.br/2011/11/pequeno-atlas-de-parasitologia.html. Acesso em: 28 abr. 2023.

KASVI. Qual a diferença entre os diversos modelos de lâminas e lamínulas? 11 ago. 2017. Disponível em: https://kasvi.com.br/laminas-laminulas-diferenca/. Acesso em: 28 abr. 2023.

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